Состояние природною резистентності і імунологічної реактивності у новонароджених телят при колибактериозе

Державний Аграрний Університет Молдовы.

На правах рукописи.

ЖOCAH Микола Степанович.

УДК 619:619. 98−092:636.2−053.2.

СТАН ПРИРОДНОЮ РЕЗИСТЕНТНОСТІ І ІМУНОЛОГІЧНОЇ РЕАКТИВНОСТІ У.

НОВОНАРОДЖЕНИХ ТЕЛЯТ ПРИ КОЛИБАКТЕРИОЗЕ.

16.00.03 — ветеринарна мікробіологія і вирусология.

Диссертация.

на здобуття ученной ступеня доктора ветеринарних наук.

Науковий консультант — Скутару Іван Гаврилович, доктор-хабилитат ветеринарних наук, профессор

Кишинів 1998.

Список умовних сокращений…6.

ЗАПРОВАДЖЕННЯ 7.

ПОДІЛ I ОГЛЯД ЛІТЕРАТУРИ 17.

1.1. Стислі інформацію про колибактериозе телят 17.

1.2. Специфічна імунологічна реактивність телят в постнатальний період 43.

1.3. Неспецифическая імунологічна реактивність новонароджених телят.

1.4. Набуття та застосування лактоглобулинов 57.

заключение

64.

ПОДІЛ 2 РЕЗУЛЬТАТИ ВЛАСНИХ ДОСЛІДЖЕНЬ 66.

2.1. Матеріали й методи дослідження. 66.

2.2. Вивчення специфічної імунологічної реактивності телят в постнатальний період. 89.

2.2.1. Рівень імуноглобулінів в сироватці крові телят до прийому молозива і крізь 24ч після його й взаємозв'язок між концентрацією імуноглобулінів і проявом синдрому порушення травлення. 90.

2.2.2. Кількісна характеристика абсорбції колостральных імуноглобулінів новонародженими телятами. 94.

2.2.3. Рівень колостральных імуноглобулінів в сироватці крові новонароджених телят через 6, 24 і 48 год після рождения.

2.2.4. Кількісне визначення колостральных імуноглобулінів в сироватці крові й в фецес неонатальних телят. 102.

2.2.5. Концентрація імуноглобулінів в сироватці крові й секреті молочної залози корів. 103.

2.2.6. Зміст імуноглобулінів в сироватці крові корів і новонароджених телят. 105.

2.2.7. Рівень антитіл проти О-антигенов Є. coli нормального коров’ячому молозиві, молоці і сироватці крові новонароджених телят. 110.

2.2.8. Рівень антитіл проти К-антигенов Є. coli нормального коров’ячому молозиві, молоці й у сироватці крові новонароджених телят. 120.

2.2.9. Протективный механізм молозива при колибактериозе новонароджених телят. 131.

2.2.10. Чинники, що впливають виживання новонароджених телят. 134.

2.2.11. Клінічна оцінка ефективності вакцинації корів для профілактики колибактериоза телят. 137.

ВЫВОДЫ 145.

ПОДІЛ 3 ВИВЧЕННЯ НЕСПЕЦИФІЧНОЇ ІМУНОЛОГІЧНОЇ РЕАКТИВНОСТІ НОВОНАРОДЖЕНИХ ТЕЛяТ 147.

3.1. Біохімічний аналіз крові новонароджених телят. 147.

3.2. Корекція кислотно-основного балансу при діареї неонатальних телят. 154.

3.3. Зміна фагоцитарныхных показників у новонароджених телят залежно від клінічного статусу. 158.

3.4. Бактерицидна активність сироватки крові новонароджених телят.

3.5. Комплементарная активність сироватки крові новонароджених телят.

3.6. Лизоцимная активність сироватки крові. 184.

3.7. Пропердиновая активність сироватки крові. 189.

ВЫВОДЫ 193.

ПОДІЛ 4 ЕФЕКТИВНІСТЬ ЛІКАРСЬКИХ ПРЕПАРАТІВ ПРИ КОЛИБАКТЕРИОЗЕ НОВОНАРОДЖЕНИХ ТЕЛЯТ 194.

4.1. Ефективність застосування колостральной сироватки і лактоглобулина для корекції імунодефіциту неонатальних телят. 194.

4.2. Ефективність лактоглобулина і ретинолу застосовуваних з єдиною метою корекції імунодефіциту новонароджених телят. 198.

4.3. Застосування хлорпромазина і Т-активина на лікування телят, хворих колибактериозом. 203.

ВЫВОДЫ 209.

5. Обговорення результатів досліджень. 210.

6. ВИСНОВКИ. 222.

7. РЕКОМЕНДАЦІЇ ВИРОБНИЦТВУ. 228.

СПИСОК умовних сокращений.

агт — агглютинационный тест анте — антиглобулиновый тест атф — аденозинтрифосфат днк — дезоксирибонуклеиновая кислота мпа — мясо-пептонный агар мпб — мясо-пептонный бульйон мппб — мясо-пептонный печоночный бульйон ра — реакція аглютинації рнк — рибонуклеиновая кислота рн — негативний логарифм концентрації водневих іонів сда — синдром дефіциту антитіл tl — термолабильная фракція E. coli ts — термостабильная фракція E. coli фэк-м — фотоэлектрокаллориметр цамф — циклічний 3'5' - аденозинмонофосфат.

Успішне розвиток тваринництва великою мірою залежить від спрямованого вирощування молодняку, поєднала високу продуктивність зі стійкістю організму до заболеваниям.

Результати численних досліджень стану природною резистентності організму сільськогосподарських тварин свідчить про тому, що захисні сили є динамічним показником, й як генетичними особливостями організму, і впливом різних чинників довкілля. Ця обставина дозволяє цілеспрямовано впливати для формування й прояв захисних сил організму. Забезпечення тваринам сприятливих умов змісту, максимально відповідальних біологічним особливостям організму, які у процесі еволюційного розвитку, сприяє швидшому формуванню і кращому прояву його захисних сил. Разом про те, несприятливий вплив довкілля призводить до ослаблення стійкості організму, захисні сили його виявляються недостатньо, що посилює небезпека виникнення і публічного поширення інфекційних захворювань. Отже, інфекційні хвороби можуть виникнути тільки внаслідок порушення нормальної реактивності, ослаблення захисних властивостей организма.

З огляду на порушення нормальної реактивності і всебічного ослаблення захисних властивостей організму виникають масові шлунково-кишкові захворювання новонароджених тварин, особливо телят. У тому числі, колибактериоз телят належить до найширше поширених інфекційних захворювань молодняку і реєструється у всіх розвинених країн світу, зокрема у господарствах Республіки Молдова.

У результаті, актуальність вивчення захворювання стала не меншою, а навпаки зросла. Це з резистентності энтеротоксических штамів Є. coli до більшості доступних хіміотерапевтичних коштів. Ця резистентність має внехромосомальный характер, вона детермінується плазмідами ® й у з цим поступово охоплює дедалі більше штамів энтеротоксических й, як «заразна комплексна резистентність до антибіотиків». З іншого боку, віднайдені эшерихиями экзоендоі энтеротоксин здатні впливати самостійно, що використання коштів специфічної захисту та профілактики. Дуже складне багатогранна і далеко ще не вивчене вплив збудника на імунну систему організму хазяїна що веде до вкрай низькою його сопротивляемости.

Біологічна активність энтеротоксинов проявляється у вигляді порушення рівноваги між процесами секреції електролітів в кишечнику. Колонізація энтеротоксических штамів Є. coli у вигляді специфічних фимбрий в энтероциты, дає можливість проникнення них молекул энтеротоксинов, що порушують стан рівноваги між обсягами електролітів, переміщуваних з кровоносних судин у кишечник й у напрямку, це ж рівновагу є наслідком зростання секреції рідин епітелієм кишкових крипт і гальмування їх резорбції клітинами епітелію кишкових ворсинок.

Отже, внаслідок продукування кишкової паличкою (Є. coli) энтеротоксина відбувається стимуляція аденилаткиназы ентероцитів, що викликає трансформацію АТФ в циклічний 3', 5'-аденозинмонофосфат (АМФ). Одночасно змінюється функція ентероцитів, які замість абсорбції поживних речовин, элиминируют вільну води і мінеральні речовини з клітини в кишечник, що зумовлює різкого зневоднення і деструктивним змін ворсинок епітелію [E. Salajka, 1980]. Отже, колонізація слизової кишечника патогенними Є. coli має основне значення для розвиток хвороби. Смертельні результати під час гострої форми колибактериоза у новонароджених телят є результатом істотних порушень електролітного рівноваги і дегидратации.

Актуальність теми. Зниження захворюваності та попередження загибелі народившегося молодняку є одним із головних завдань, завдань, які ветеринарної наукою і практикой.

Однією з головних причин, гальмують повне збереження новонароджуваного молодняку — масові шлунково-кишкові захворювання новонароджених тварин, особливо телят. Ці захворювання мають стала вельми поширеною, завдають значні економічні збитки і викликають великий відхід телят, який становить країн світу від 3,1 до 31,0%, а СРСР середній відхід серед хворих телят за кілька років становив 18−21% [Р. У. Гнатенко, 1968; Л. До. Волинець, 1975; А. У. Драгомир, Є. А. Драгомир, A.Ф. Карышева, Ф. У. Спатар, 1985; А. А. Гутковский, 1989; Ю. З. Кабанков, З. Ф. Армашу, 1991].

Серед захворювань новонароджених телят колибактериоз займає одна з провідних місць. Він належить до гострих захворювань, найчастіше протекающее з ознаками діареї, інтоксикації, септицемії, розлади серцево-судинної і центральної нервової системи. У виникненні, розвитку і результаті захворювання реактивність організму грає першорядну роль [З. М. Преображенський, М. І. Блінов, М. У. Єршова, Р. У. Вишинський, 1974; І. М. Архангельський, 1976; У. З. Бузлама, З. М. Сулейманов, У. М. Долгополов, М. М. Коновалов, М. М. Рецкий, І. З. Толкачов, 1978; П. А. Емельяненко, 1979; Еге. З. Коган, 1981; У. Я. Мозгис, 1982; У. М. Асламов, 1983; М. А. Костына, 1984; R. Morar, 1985; А. М. Голіков, 1989; І. М. Карпуть, А. Р. Ульянов, 1990; Є. А. Маринин, Т. Т. Ворошилова, 1993; П. П. Ігнатьєв, Р. Ч. Бондаренко, 1994; T. E. Besser, З. З. Gay, 1994; A. P. S. Sheikh, P. P. S. Bradford, P. S. З. James, B. Patricia, B. F. Thomas, H. Richard, D. Gregore, D. R. Lin, W. Bert, 1995; Д. М. Масюк, 1997].

Захисні сили тварин основні показниками, забезпечують стійкість організму новонароджених телят до чинників зовнішнього середовища й їх тестування дозволяє визначати імунний статус.

Несприятливий вплив довкілля призводить до ослаблення стійкості організму, що посилює небезпека виникнення і поширення різноманітних захворювань, зокрема інфекційних. У зв’язку з цим академік А. А. Богомолов зазначав, що інфекційні хвороби можуть виникнути тільки внаслідок порушень нормальної реактивності, ослаблення захисних властивостей організму [З. І. Плященко, У. Т. Сидоров, А. Ф. Трофимов, 1990].

Попри те що, що у профілактиці колибактериоза телят досягнуто певних успіхів, однак це проблема ще далеке від свого повного рішення. Лікарські препарати, використовувані із метою, не викликають корекцію імунного статусу. З іншого боку, реалізація існуючих способів профілактики колибактериоза телят утруднена через брак експресіндикації К-антител в колостральной сироватці коров.

Вивчення імунологічної реактивності організму новонароджених телят, в такий спосіб, набуває актуальне значення розуміння патогенезу захворювання, для раціональної патогенетической терапии.

Зв’язок роботи з науковими програмами. Тема дисертаційної роботи була частиною проблеми ветеринарної медицини Республіки Молдова «Розробка методів і коштів профілактики та боротьби із хворобами животных».

Мета роботи. Мета праці полягає у експериментальному і теоретичному обгрунтуванні неспецифічної та специфічної реактивності новонароджених телят при колибактериозе, розробці імунологічно обгрунтованих раціональних способів корекції імунного статусу ингибирования циклічного аденозинмонофосфата (сАМР) у вигляді «анти-секреторного фактора».

Задля реалізації даної мети поставили такі задачи:

1. Визначити рівень антитіл проти Проі К-антигенов Є. coli нормального коров’ячому молозиві, молоці й у сироватці крові новонароджених телят.

2. Вивчити кількісну характеристику абсорбції колостральных імуноглобулінів класів G, М й О новонародженими телятами.

3. Виявити роль кислотно-основного балансу протягом інфекційного процесу при колибактериоза телят.

4. Встановити величину взаємозв'язку між показниками неспецифічної реактивності; (фагоцитарная реакція, бактерицидна, лизоцимная, комплементарная і пропердиновая активність) у здорових, з онкозахворюваннями та полеглих новонароджених телят.

5. Розробити способи корекції імунного статусу новонароджених телят і ингибирования циклічного аденозинмонофосфата (сАМР) посредством.

«антисекреторного фактора».

Наукова новизна отриманих результатів. Новизна роботи у тому, що до вивчення захворювання колибактериоза телят виявлено новий, комплексний підхід. Через війну комплексно проведених досліджень вивчена специфічна і неспецифическая реактивність організму новонароджених телят.

Вперше вивчений рівень антитіл проти К-антигенов нормального коров’ячому молозиві, молоці й у сироватці крові новонароджених телят.

Доведено, що клінічний статус новонароджених телят перебуває у прямий залежність від сывороточной концентрації імунних глобулінів та його катаболической ефективності, підвищення рівня імуноглобулінів М й О в сироватці крові клінічно здорових тварин за середньому у 5,7 і 3,4 разу, по порівнянню з взятими свідчить про їх захисну функцію. Виявлено порушення кислотно-лужної рівноваги при діареї неонатальних телят. Доведено, що супутніми ацидозу були відхилення в рівнях сироваткових хлоридів натрію, кальцію і калію. Застосування електролітного розчину корректировало зазначені аномалии.

Встановлено взаємозв'язок між фагоцитарными показниками і бактерицидною активністю сироватки крові, між фагоцитарної активністю і низькому рівні пропердина, між рівнем пропердина і лизоцимной активністю, між рівнем комплементу і фагоцитарної активністю у здорових, з онкозахворюваннями та полеглих телят.

Чи обгрунтовані і випробувані лікарських препаратів, коригувальні імунний статус новонароджених телят і ингибирующие циклічний аденозинмонофосфат (сАМР) у вигляді «анти-секреторного фактора».

Практична значимість отриманих результатів. З результатів досліджень визначено рівня попередньої антитіл проти Проі К-антигенов Є. coli. Вивчена кількісна характеристика абсорбції колостральных імуноглобулінів новонародженими телятами.

Матеріали дають інформацію над реальним змістом імуноглобулінів G, M й О в сироватці крові й в фекаліях телят хворих колибактериозом, і навіть про експрес методах визначення імунного статусу новонароджених телят.

Для корекції імунного статусу випробуваний лактоглобулин що з ретинолом. Випробуваний хлорпромазин що з Т-активином для ингибирования циклічного аденозинмонофосфата.

Результати досліджень дозволяють дати теоретично обгрунтовані рекомендації по корекції специфічної реактивності організму новонароджених телят, розуміння патогенезу захворювання й у раціональної патогенетической терапії, позаяк у виникненні, розвитку і результаті захворювання реактивність організму грає першорядну роль.

Основні результати досліджень використовують у навчальної та науководослідницької роботи й у практичної діяльності ветеринарних фахівців господарств Республіки Молдова.

Для ветеринарної наук і практики предложены:

I. Методичні рекомендації щодо застосування колостральной сироватки і лактоглобулина для корекції імунодефіциту неонатальних телят.

Схвалено науково-технічним радою Міністерства сільського господарства та продовольства Республіки Молдова. Изданы:

Молдагроинформреклама, Кишинів, 1992.

II. Методичні рекомендації - Експрес-метод індикації антигенагглютининов проти К-антигена Є. coli в колостральной сироватці корів й у сироватці крові новонароджених телят. Схвалено Науковотехнічним радою Міністерства сільського господарства та продовольства республіки Молдова, Кишинів, 1994.

Розроблено способы:

I. Корекція імунодефіциту неонатальних телят. (Brevet de inven? ie, n 345), Republica Moldova.

II. Лікування телят хворих колибактериозом (Brevet de inven? ie, nr.

409), Republica Moldova.

III. Результати досліджень включені у тексти лекцій і як реалізуються на лабораторно-практических заняттях зі студентами ветеринарного і зооинженерного факультетів Державного аграрного університету Республіки Молдова.

Особистий внесок здобувача. Автором самостійно виконано обшир експериментальних досліджень. Біохімічний аналіз крові проводили на угорської лабораторної установці «Контифло».

Апробація результатів дисертації. Результати наукових досліджень про було повідомлено і схвалено на що відбулося жовтні 1972 р. м. Москві Пленумі відділення ветеринарії ВАСГНІЛ на проблеми лікування та профілактики профілактики хвороб молодняку сільськогосподарських тварин; на науковій конференції професорсько-викладацького складу Одеського сільськогосподарського інституту (Одеса, 1974); на наукової конференції з питанням підвищення продуктивності сільськогосподарських тварин за умовах Північного Казахстану (Цілиноград, 1976), на Республіканської наукової конференцій професорсько-викладацького складу і аспірантів Кишинівського сільськогосподарського інституту їм. М. У. Фрунзе (Кишинів 1977); на 3-х конференціях професорсько-викладацького складу науководослідницької конференції Кишинівського сільськогосподарського інституту (Кишинів, 1979, 1980, 1982); на Республіканської науково-виробничої конференції (Кишинів, 1981); на Республіканської науково-практичної конференції «Технічні проблеми продовольчої програми» (Кишинів, 1984); на Всесоюзній науково-виробничої конференції «Питання інтенсифікації і научно-обоснованного ветеринарного обслуговування промислового тваринництва» (Кишинів, 1987); на засіданнях Вченого ради ветеринарного факультету Державного аграрного університету Республіки Молдова. (1988;1998 гг.).

Публікації. За матеріалами дисертації опубліковано 37 робіт у працях ВАСГНІЛ, межвузовских збірниках і республіканських виданнях, зокрема 2 підручника (навчальні посібники), 1 монографія, 29 наукових статей, 2 патенту, 1 рацпропозицію, 2 методичні рекомендации.

Структура і обсяг дисертації. Дисертація викладено на 229 сторінках машинопису і складається з запровадження, огляду літератури, результатів власних досліджень, обговорення отриманих результатів, висновків, рекомендацій виробництву, списку літератури та докладання. Робота містить 88 таблиць і одинадцять малюнків. Список літератури включає 410 джерел, у цьому числі 212 иностранных.

ПОДІЛ I.

ОГЛЯД ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Стислі інформацію про колибактериозе телят.

1.1.1. Історична довідка. Вчення про роль в патології новонароджених телят кишкових паличок (Bact. сoli, пізніше названої Eschеrichia coli, 1939), виявлених Обихом [З. Про. Jensen, 1897], та Эшерихом [Th. Escherich, 1885] минуло тривалу історію становления.

Морські свинки і кролики після зараження кишкової паличкою гинули кілька годин, інколи ж через 2 дня, за наявності сильного проносу і підвищеної температури [Th. Escherich, 1885]. Хвороботворне дію мікроба виявлялося як із интраперитонеальном, і при підшкірному заражении.

Датський учений З. O. Jensen, 1897 перший звернув увагу до кишкову паличку як у збудника проносів у новонароджених тварин. Його дослідження дозволили припустити про через аналогічні причини диспепсических розладів у детей.

За даними численних дослідників серед масових желудочнокишкових захворювань новонароджених телят значний питому вагу займають інфекційних захворювань, у тому числі найбільшого поширення має колиінфекція [П. Алтухов, 1904; М. До. Апалев, 1908; Th. Smith, M. L. Orcutt, 1925; Ф. Гутира, І. Марек, Р. Маннингер, І. Сечі, 1961; Т. П. Руденко, 1963; Про. З. Андрєєва, 1966; Д. Келмен, 1967; Є. П. Чиркова, 1968; Я. Є. Коляков, З. З. Гительсон, Л. З. Каврук, 1970; Л. М. Головнев, 1970; P. S. Craven, 1970; З. З. Gaу, 1971; H. Feу, 1972; T. Gossling, K. A. Mckaу, 1974; H. W. Moon, 1974; P. S. D. Acres, З. J. Laing, O. M. Radostis, 1975; А. У. Голіков, А. З. Вовк, А. Т. Марчук, У. Т. Ширяєва, 1976; J. Tyler, 1976; Л. До. Волинець, 1978; Р. Пашкявичус, 1978; Я. Є. Коляков, 1978; Ю. У. Алексєєв, 1979; J. E. З. Bellamу, P. S. D. Acres, 1979; J. Hutchinoson, 1979; H. W. Smith, M. B. Huggins, 1979; E. Salajka, 1980; М. А. Сидоров, 1981; H. Feу, 1981; Дж. Х. Б. Рой, 1982; З. З. Gaу, P. S. M. Parish, T. З. McGuire, 1982; У. А. Аликаев, У. У. Матюшин, 1983; Р. У. Гнатенко, Л. Т. Тупиця, 1984; М. А. Сидоров, 1984; У. А. Гушул, Л. А. Афанасьєв, Т. П. Мантрова, 1984; M. E. Amstutz, 1985; J. A. Morris, W. J. Sojka, 1985; У. Р. Зароза, 1985; І. І. Фельдман, 1985; Я. Антал, Р. Благо, Я. Булла, 1986; У. І. Девликамов, М. А. Сидоров, 1986; L. Okerman, 1987; M. M. Levine, 1987; До. З. Ліванов, 1988; Р. Л. Дворкін, 1989; З. М. Бедоева, 1990; У. Р. Зароза, 1991; У. А. Ушкалов, 1992; Р. До. Волков, У. Д. Баранников, 1997; ].

1.1.2. Збудник хвороби. Вивчення энтеропатогенной ролі кишкової палички в людини і тварин починається відразу після відкриття її Обихом Цит. по Jensen З. O., (1897), пізніше Эшерихом [Th. Escherich, 1885] і, особливо Иенсеном [З. O. Jensen, 1897].

У 1897 року З. O. Jensen, 1897 зазначив, що у органах і кишечнику телят, полеглих від кривавого проносу, перебуває дуже багато мікробів подібних тим, відкриті Эшерихом. Иенсен встановив, що досить новонародженому теляті дати разом із молоком 5−6 мл бульонной культури Є. coli, виділеної з трупів телят, полеглих від проносу, щоб викликати смертельну болезнь.

Можливість ендогенного виникнення колибациллеза у телят шляхом згодовування їм креолина, пиоктанина і формаліну, які викликали б у телят гострий энтерит і наступне проникнення Є. coli у єдиний ліжок експериментально підтвердив З. O. Jensen, 1905. З органів полеглих у тих випадках тварин виділяли бактерії кишкової палички, які викликають захворювання при пероральної дачі їх здоровим телятам без запровадження дратуючих речовин. Тож Иенсен вважав, що дизентерією, «білий пронос», може викликати будь-яка кишкова паличка, коли з жодних причин різко знижується резистентність організму новонародженого. Иенсен перший приготував спочатку моно валентну сироватку та був поливалентную гипериммунную колисыворотку і успішно її застосував для профілактики «білого поноса».

Думка Иенсена поділяли і росіяни дослідники [П. Алтухов, 1904; М. До. Апалев, 1908].

Иенсен вказував, що загибель новонароджених телят, може бути як в результаті септичній форми колибациллеза, і у результаті важкого гастроэнтерита з ознаками інтоксикації, без проникнення збудника в кров’яний русло. Автор не виявив розбіжності у культурально-биохимических властивості у штамів, виділених від поносящих телят, і штамів, вироблених від здорових тварин тієї самої возраста.

Кількісні і якісні співвідношення різних серогрупп Є. coli в вмісті кишечника мало чим різняться в хворих і здорових телят [W. J. Sojka, 1971].

Нині для диференціації энтеропатогенных штамів і непатогенних використовують класичний тест на ізольованих зашморгах кишечника кролика, поросяти, теляти [E. Salajka, 1980].

Останнім часом опубліковано значну кількість робіт, у яких докладно дається характеристика купьтурально-морфологических і біохімічних властивостей Є. coli виділених від новонароджених телят, як хворих, і здорових [З. O. Jensen, 1897; Про. З. Андрєєва, 1966; Є. П. Чиркова, 1968; А. Ф. Пилуй, У. А. Ленькова, У. У. Медведьев, 1974; L. L. Myers, P. A. Guinee, 1976; Я. Є. Коляков, 1978; Л. До. Волинець, 1978; J. Hutchinson, 1979; М. А. Сидоров, 1980; P. S. Tzipori, 1981; H. Brade, З. Galanos, 1983; І. І. Тарасов, 1984; Б. М. Анохін, 1985; А. У. Драгомир., Є. А. Драгомир., А. Ф. Карышева, Ф. У. Спатарь, 1985; І. І. Фельдман, 1985; У. Тилга, М. Кампус, 1986; У. Риихикоски, 1986; H. W. Ewing, 1986; М. А. Сидоров, 1987; М. А. Соколова, Про. А. Полякова, М. І. Евглевская, 1987; До. З. Ліванов, 1988; I. Blanco, E. A. Gonzalez, P. S. Garcia, 1988; М. М. Жосан, 1989; А. А. Гутковский, 1989; B. H. Janke, D. H. Francis, J. E. Collins, 1990; У. Р. Зароза, 1991; Ю. З. Кабанков, З. Ф. Армашу, 1991; G. Galiero, M. Palladino, O. Lai, З. G. Goffredi, 1995; А. У. Куликовский, А. М. Панин, У. У. Сосніна, 1997].

Відповідно до останніх міжнародним класифікаціям кишкових бактерій (9-ое видання означника бактерій Берги) рід Escherichia представлений одним виглядом Escherichia coli, який у часи чергу ділиться на сіроферментативные типы.

Є. coli є бактерію чи кокобактерию розміром 1−4 мкм/0,4−0,6 мкм. Під упливом зовнішніх чинників эшерихии трансформуються в нитковидні форми довжиною до 8−10 мкм. Суперечка не утворюють. Перитрихи, але деякі штами немає жгутиков (атрихи). Під впливом антибіотиків й інших чинників утворюються гранулярные форми (L-форма), представлені сферичними елементами різного розміру (5−20 мкм). Більшість серотипів, ізольованих від здорових тварин не утворюють капсулу. Ізольовані серотипы від хворих тварин може бути як капсулообразующими (серотипы 08, 09 і 0101), не утворюючими капсулу.

Фарбуються усіма аніліновими фарбами. Грам-негативные.

Є. coli мають ресничками (пили), які мають рецептори, з яких відбувається абсорбція на бактеріальної клітині РНКмістять фагов, і навіть здійснюється проникнення РНК фага в микробную клітину. У процесі кон’югації через реснички (пили), виконують роль коньюгационного містка (каналу) відбувається передача ДНК від клітини донора до клітині реципієнту. Фимбрии (реснички, пили) мають адгезивними властивостями з допомогою яких эшерихии прикріплюються на епітеліальних клітинах травного тракта.

Здатність Є. coli утворювати фимбриальные адгезины призначають у краплинної РА з моноспецифическими антиадгезивными сироватками К99, F41, Аtt25, 987Р, К88ав, К88ас, К88аd [О.А. Полякова, М. І. Евглевская, М. А. Соколова, 1986; Ю. А. Маллахов, Про. А. Тугаринов, М. До. Пирожков, Т. І. Исхакова, 1993].

Є. coli — аэроб чи факультативний анаэроб. Оптимальна температура зростання 37,5° З, зростання і розмноження бактерій може статися не більше 15- 45° З, оптимум рН 7,0, але культивувати можливо, й при значних змінах рН среды.

Культивують, як у звичайних (МПБ, МПА), і на дифференцнальноднагностических середовищах (Ендо, Левіна). У МПБ зростання эшерихий характеризується рівномірним помутнінням середовища без осаду чи із заснуванням незначного осаду легко разбивающегося при струшуванні. У старих культурах утворюється іноді пристеночное каблучку й дуже рідко плівка. Форму «R» бактерій продукують культури що утворюють, осад, а МПБ залишається майже прозрачным.

На МПА форма «P.S» бактерій утворюють округлі колонії, злегка опуклі, непрозорі з рівними краями. Форма «R» представлена сухими колоніями, сплющеними, щільно прилеглими до середовища з нерівними краями. Розмір колоній варіює не більше 2−10 мм.

На середовищі Ендо кишкова паличка зростає у вигляді малиново-красных колоній з металевим блиском чи ні нього, але в середовищі Левіна (агар з эозином і метиленової синькою) як темно-фиолетовых чи чорних колоний.

Кишкова паличка не вимоглива до у живильному середовищі і спроможна розмножуватися навіть у изотоническом розчині хлориду натрію [Я. Є. Коляков, З. З. Гительсон, Л. З. Каврук, 1990].

1.1.3. Біохімічні властивості. Однією з провідних диференційних ознак кишкової палички, які різнять його від бактерій інших пологів сімейства Enterobacteracea є сбраживание лактози із заснуванням кислота і є [І. У. Голубєва, 1985].

Кишкова паличка здатна ферментувати багато цукру й многоатомные спирти, глюкозу, маннит, дульцит, сахарозу, арабинозу та інших., але, як правило, не змінює адонита й інозиту. При сбраживании вуглеводів утворюється пируват, перетворюється на молочну, оцтову і мурашину кислоти. Глюкоза, лактоза, маннит зброджують із заснуванням кислоти і газу. Сахароза і дульцит ферментують непостоянно.

Кишкова паличка не засвоює цитраты, не розріджує желатину, виділяє індол і утворює сірководень, дає реакцію з метилротом і негативну Фогес-Проскауэра (не утворює ацетилметилкарбинол), редукує нітрати в нітрити, мінливо декарбоксилирует лізин і орнитин. Вона не має фенилаланиндезаминазой і цитохромоксидазой, що є окислительным ферментом. Не зростає на середовищах з ціанистим калієм [H. Fey, 1972; А. А. Гутковский, Р. Л. Дворкін, 1989; У. Р. Зароза, 1991; Ю. З. Кабанков, З. Ф. Армашу, 1991].

1.1.4. Антигенная структура. Диференціація патогенних Є. coli від непатогенних став можливим завдяки детальному вивченню антигенної структури бактерій роду Escherihia [Th. Smith, M. L. Orcutt, 1925; H. Knipschildt, 1945; F. Kaufman, 1966; H. Fey, 1972; G. Orskov, F. Orskov, 1984; А. А. Гутковский, Р. Л. Дворкін, 1989; Ю. З. Кабанков, З. Ф. Армашу, 1991].

У 1948 року було опублікована перша класифікація Кауфмана-КнипшильдтаВэлна, яка послужила підставою до міжнародного класифікації. [H. Fey, 1972].

Є. coli має складну антигенну структуру. Розрізняють соматический Проантиген, поверховий (оболочечный) К-антиген і жгутиковый Н-антиген [H. Knipschildt, 1945; F. Kaufman, 1966; H. Fey, 1972; G. Orskov, F. Orskov, 1984].

Нині по О-антигену эшерихии поділяються на 180 серогрупп, по К-антигену на 104 і з Н-антигену на 56 серогрупп. Встановлено 18 фимбриальных адгезинов (пили-антигены) [В.Г.Зароза, 1988, 1991].

Соматический О-антиген Є. coli термостабильный, резистентный до нагріванню при 100° З протягом 2,5 год. Він є полисахариднопротеинолипидный комплекс.

К-антиген має полисахаридную природу і складається з трьох компонентів, позначених літерами L, У, А. Для типізації культури по О-антигену її прогрівають за нормальної температури від 100 до 121 °C. Lі В-антигены мають схожою термостабильностью. Антигенная здатність штами, який володіє Уантигеном в повному обсязі руйнується при нагріванні при 100° З протягом 2,5 год. Більше сувора дифференцнация між Lі В-антигенами відбувається, коли культуру нагрівають при 121 °C. А-антиген зберігає агглютинабильные і антигенні властивості після нагрівання культури при 100° З, але це властивості втрачаються при 121° З, через 2,5 год. [Я. Є. Коляков, З. З. Гительсон, Л. З. Каврук, 1970; H. Fey, 1972; А. А. Гутковский, Р. Л. Дворкін, 1989; У. Р. Зароза, 1991].

Штам Є. coli може мати більш як одним типом К-антигена [G. Orskov, F. Orskov, 1984].

Жгутиковый Н-антиген термолабильный, має антигенними і агглютиногенными властивостями при нагріванні до 60 °C, ці якості втрачаються при 100° З. Щодо хімічного складу антигена-Н білкової природи [Th. Smith, M. L. Orcutt, 1925].

Адгезивные антигени Є. coli мають першорядне, значення, оскільки вказують мікроорганізмам конкурувати з бактеріями коменсалами при паразитуванні в організмі животных.

Відомо 7 типів специфічних адгезивных антигенів: К99, К88, 987Р, СFА1, СFА2 і F7, Аtt25 [У. Р. Зароза, 1988; А. М. Головко, 1997].

Адгезивный антиген К99 вперше описаний в 1975 р. він уражає кишкових паличок, энтеропатогенных для телят і ягнят, за деякими повідомленням й у поросят, лошат, козенят [F. Orskov, G. Orskov, H. W. Smith, W. J. Sojka, 1975; P. S. Tzipori, 1981].

У адгезивном антигене К99 залежно від иммунофоретической активності його фракцій розрізняють аніонний і катионный компоненти. Перший міститься лише у серотипах Є. coli О9, О101, а другий у серотипах Є. coli О8, О9, О20, О64, О101. Серотипы Є. coli з анионным компонентом викликає агглютинацию еритроцитів овець, морських свинок і коней, і з катионным компонентом лише еритроцитів лошадей.

При захворюванні телят діареєю Є. coli К99 зазвичай заселяють медіальний і каудальный сегменти тонкого кишечника. Энтеротоксигенные Є. coli з цим антигеном зазвичай викликають діарею у 1−2-дневных телят і 1−4-дневных ягнят [H. W. Moon, P. S. З. Whipp, P. S. M. Skartvedt, 1976].

Адгезивный антиген К88 вперше описаний в 1961 г. По иммунофоретической рухливості адгезивный антиген К88 має три варіанта: К88ав, К88ас і К88ад. [З. J. Murray, 1987].

Є. coli з адгезивным антигеном К88 викликає у 71% випадків діарею у новонароджених поросят. [J. A. Morris, W. J. Sojka, 1985].

Адгезивные антигени 987Р і F41 вперше описані у 1977 г. й у справжнє час визнані энтеротоксигенными для поросят [B. Nagy, Gy. Nagy, 1982]. Характерна риса культур Є. coli з адгезивпым антигеном 987Р — нездатність агглютинировать еритроцити. Цей антиген не узгоджується з К88, володіє більш як вираженими, ніж К88 колонизирующими і адгезивними властивостями і трапляється іноді у телят. Адгезивный антиген F41 у випадках у Є. coli може поєднуватися з адгезивным антигеном К99 [J. A. Morris, W. J. Sojka, 1985].

Адгезивные антигени СFА1, СFА2, і F7 вперше описані у 1975 (СFА1, СFА2) й у 1980 — F7 .Всі ці антигени притаманні кишкових паличок, энтеротоксигенных в людини. Дані типи адгезивных антигенів термолабильны, мають вираженої специфічністю, агглютинируют в людини еритроцити крові групи, А [P.S. Tzipori, 1981].

Адгезивные антигени Є. coli закодовані в плазмидах, які стосуються до молекул ДНК (незалежно від хромосоми бактеріальної клітини) й володіють здатність до реплікації. При схрещуванні бактерий-доноров коїться з іншими реципієнтами плазміди легко їм передаються тобто. мають трансмиссивностью [М. А. Сидоров, М. А. Соколова, 1982; J. A. Morris, W. J. Sojka, 1985].

Взаємозв'язок адгезивных і соматичних антигенів. При діареї телят энтеротоксигенные Є. coli з адгезивным антигеном К99 в 47% випадків ставляться до О-группе 101, а інших випадках до О-группам 64, 8, 9, 20. При холероподібних захворюваннях дітей у энтеротоксигенных Є. coli адгезивный антиген СFА1 корелює з соматичним антигеном 78, а антиген СFА2 з О-группами 6 і побачили 8-го [B. Nagy, Gy. Nagy, 1982]. При діареї поросят энтеротоксигенные Є. coli з адгезивным антигенами К88, 987Р, К99 присутні у Є. coli О-групп 9, 20, 141, 101, 149, причому Є. coli О101 найчастіше синтезують антиген К99 [M. Awad-Masalmeh, H. W. Moon, P. L. Runnels, R. A. Schneider, 1982].

1.1.5. Токсини. Попри численні дослідження у сфері вивчення біології кишкової палички, ще досить ясно, з допомогою яких саме властивостей патогенних серотипів Є. coli обумовлюється їх энтеропатогенность і можливість, на відміну непатогенних кишкових паличок, викликати захворювання в новонароджених телят [Ю. П. Вертиев, 1987].

Тому вивчення токсичних компонентів Є. coli має значення у розшифруванні патогенності кишкової палочки.

Невдовзі після відкриття кишкової палички окремі дослідники вирізняли цього мікроба наявність токсичних властивостей [P. H. Romer, H. Much, 1906].

З спостережень при зараження культурою кишкової палички, встановлено наявність в даного мікроба двох типів токсичних речовин: 1) викликають токсикоз і 2) зумовлюючих энтерит [А. І. Улендеев, У. І. Оленін, Про. Р. Тихонова, 1971; І. У. Голубєва, 1985; Ю. У. Езепчук, 1985].

Вперше присутність токсину в фильтратах бульйонних культур кишкової палички відзначалося А. Р. Радзинським [Д. Еге. Бєлєнький, 1932]; Його спостереження подальшому підтвердив Д. М. L. Barber, 1978, який встановив, що кишкова паличка продукує два токсину — экзотоксин, які у бульонной культурі вже протягом першої доби розвитку і эндотоксин, нагромаджуючись у тих-таки культурах пізніше, внаслідок аутолиза мікробних тел.

Токсичність добових фильтратов бульйонних культур зникла після прогрівання їх при 56 °C за тридцяти хв [Д. Еге. Бєлєнький, 1932]. Прогрівання ж «старих» фильтратов (з 20−40 добових культур) при 56 °C не зумовлювало втрати їх токсичности.

Більше детальне вивчення екзотоксинів Є. coli проводилося І. У. Голубевой, 1985. Автор досліджувала экзотоксины в фильтратах бульйонних культур 130 штамів Є. coli. Нею було встановлено розбіжності у антигенних і иммуногенных властивості экзоі ендотоксинів. Величина смертельної дози термолабильного колитоксина від сили токсину кожного штами, індивідуальної чутливості тварин і звинувачують способу запровадження токсину. Найхарактерніші патологоанатомічні зміни, викликані экзотоксином, автор виявила нервових клітинах спинного мозга.

Наявність у Є. coli экзоі ендотоксинів було підтверджено численними вченими: [У. Л. Елин, 1957; Т. П. Руденко, 1963; Про. З. Андрєєва, 1966; K. Garson, E. Bull, 1970; А. І. Улендеев, 1971; H. Fey, 1971b; З. Wray, J. R. Thomlinson, 1972; H. Fey, 1972; J. W. Boyd, J. R. Baker, A. Leyland, 1974;Л. До. Волинець, 1975; E. T. Anderson, L. P. S. Young, W. L. Hewitt, 1978; Дж. Х. Б. Рой, 1982; J. Blanu, J. H. Parvu, O. Ivanciu, 1983; W. H. Ewing, 1986; А. А. Гутковский, Р. Л. Дворкін, 1989; Л. Сланина, 1989; У. А. Ушкалов, 1992].

Эндотоксины Є. coli представлені полисахаридо-липидо-протеиновым комплексом, який з О-антигеном, який інтегрований в кишкову стінку і сому. Це основний токсин загальний для патогенних і апатогенных грамнегативних мікроорганізмів. Эндотоксиновый комплекс то, можливо экстрагирован з бактерій у кількості 5−10% до якого входять: полісахариди 45−60%, липид, А 5−15%, протеїн 15−20% і ліпіди 10% [Д. Еге. Бєлєнький, 1932; З. Wray, J. R. Thomlinson, 1972].

Эндотоксины має важливим біологічним ефектом протягом інфекційного процесу, викликаного грам-негативными мікроорганізмами, імунотерапія і імунопрофілактика у разі є надзвичайно необхідні [З. Wray, J. R. Thomlinson, 1972; I. Kim, D. W. Watson, 1978; D. З. Morrison, R. J. Ulevitch, 1978; E. Neter, 1983]. Проте захист проти эндотоксина неможлива О-антителами, яка досягається захистом проти екзотоксинів, продукованих грам-позитивными мікроорганізмами [H. Fey, 1972].

Антисыворотка проти ендотоксинів, отримана при О-антигенной стимуляції має нейтрализующим антитоксическим ефектом стосовно даному штаму [P.S. Lariviere, R. Lallier, M. Morin, 1979]. Попри цей обнадійливий факт, эндотоксины грам-негативных бактерій неможливо знайти нейтралізовані аналогічно як токсини клостридий. У зв’язку з цим антиэндотоксическая сироватка не має терапевтичним і профілактичним дією проти дифтерийным токсином [H. Fey, 1971а; H. Fey, 1971b;].

Энтеротоксин Є. coli є токсичний комплекс, продукований внеклеточно бактеріальної клітиною. Энтеротокоин стимулює виникнення діареї, унаслідок чого порушує водно-минеральный статус. Основний метод, що дозволяє ідентифікувати штами продукують энтеротоксин є метод «кишкової лигатуры» [І. У. Голубєва, 1985; M. Decun, 1986; А. А. Гутковский, Р. Л. Дворкін, 1989]. Энтеротоксигенные эшерихии проліферують в кишечник ворсинки і викликають велике накопичення порожнинний рідини і диарею.

Энтеротоксины Є. coli складаються з цих двох фракций:

1. Фракція термостабильная (ТS) резистентная до нагріванню при 100° З за тридцяти мин.

2. Фракція термолабильная (TL) резистентная до нагріванню при 60° З протягом десяти мин.

Встановлено тісне антигенное подібність між термолабильным энтеротоксином Є. coli і энтеротоксином Vibrio cholerae [W. J. Sojka, 1971; E. Salajka, 1980].

Термостабильный энтеротоксин Є. coli здатний диализироваться, резистентный до впливу кислот, трипсина, не має антигенними (імунними) властивостями. Энтеротоксин Є. coli викликає діарею, часто ізолюють при энтеритах у телят, і лише, рідко при септицемийном колибактериозе [G. Sivaswamy, З. L. Gyles, 1976]. У осередку колибактериоза при энтеритной формі виділяють энтеротоксигенные типи Є. coli з фекалій телят і здорових коров-матерей у досить високої пропорції [H. W. Smith, 1971; G. Sivaswamy, З. L. Gyles, 1976; M. Decun, 1986].

Энтеротоксины мають плазмидную природу. Ent+ плазмида контролює синтез энтеротоксина у патогенних эшерихий. Передача чинника Ent+ при кон’югації відбувається незалежно чи разом з чинниками Hly+, K88+, соl+ і R [H. W. Smith, 1976; М. А. Сидоров, Т. До. Курашвили, 1978; H. W. Smith, 1978; У. А. Ушкалов, 1994].

Підвищення секреторных процесів в кишечнику новонароджених після введення термолабильного энтеротоксина Є. coli відбувається внаслідок активізації гуанилциклазы в слизової кишечника, що викликає освіту внутрішньоклітинного циклічного гуанозин 3,5-монофосфата [W. Gaastra, F. K. de Graaf, 1982; H. de Jonge, 1984; З. L. Gules and K. K. Baxi, 1987].

Термолабильный энтеротоксин Є. coli має антигенними властивостями й у на відміну від термостабильного энтеротоксина має специфічні рецепторпые зони на слизової кишечника новонароджених. Цей знтеротоксин подібно холерному вибриону (Vibrio сholerae) стимулює активність аденилциклазы, що викликає накопичення внутрішньоклітинного циклічного аденозин 3,5- монофосфата, що зумовлює порушення секреції води та електролітів і розвитку діареї у перших 10−18 год його действия.

Як тестів виявлення термостабильного энтеротоксина можуть бути використані проба на інфантильних мышатах і проба з розширенням перев’язаного сегмента тонкого кишечника поросят і телят [М. І. Романенкова, У. Є. Єфремов, У. Є. Клеганов, 1963; H. Fey, 1972; P. S. З. Whipp, H. W. Moon and N. З. Lyon, 1975; P. M. Newsome, M. N. Burgess, R. J. Bywater, З. M. Cowley, N. A. Mullan, 1978; З. M. Wise, A. P. Knight, M. J. Lucas, 1983; J. P. Dube, 1990].

Для виявлення термолабильного энтеротоксина використовує пробу з перев’язаним сегментом тонкого кишечника кролика або морський свинки [H. W. Moon and P. S. З. Whipp, 1971; M. M. Levine, D. R. Nalin, R. B. Hornick, 1978; J. P. S. Seriwatana, P. Echeverria, D. N. Taylor, 1988].

1.1.6. Клінічні симптоми колибактериоза. Більшість авторів характеризує колибактериоз, як інфекційне захворювання протекающее в трьох формах: септицемической, энтеритной і энтеротоксемической [Ф. Гутира, І. Марек, Р. Маннингер, І. Сечі, 1961; Р. У. Гнатенко, 1968; Л. М. Головнев, 1970; Я. Є. Коляков, З. З. Гительсон, Л. З. Каврук, 1970; W. J. Sojka, 1970; H. Fey, 1972; T. Gossling, K. A. McKay and D. A. Barnum, 1974; Л. До. Волинець, 1975; До. Эльце, Х. Мейєр, Р. Штейнбах, 1977; J. N. Roy, 1980; E. Salajka, 1980; M. E. Amstutz, 1985; M. Decun, 1986; У. З. Шипилов, У. П. Шишков, У. Р. Зароза, У. П. Карев, Р. Д. Смоленська, 1987; A. K. Gupta and K. K. Baxi, 1987; Ю. М. Федоров, 1988; D. H. Zeman, J. U. Thomson, D. H. Francis, 1989; А. А. Гутковский, Р. Л. Дворкін, 1989; У. Р. Зароза, 1989; А. З. Ковальов, 1989; B. H. Janke, D. H. Francis, J. E. Collins, 1990; Р. П. Задорожняя, У. Д. Уманець, 1990; Ю. З. Кабанков, З. Ф. Армашу, 1991; У. Р. Зароза, 1991; М. А. Сидоров, 1996].

Колисептицемийная (септическая) форма протікає дуже гостро і звичайно телята гинуть через 3−6 днів після народження. Новонароджені телята раптово зрікаються молозива (молока), нині напівживі прострації, неспроможні стояти, очі запалі, дихання і він серцебиття прискорені, можлива діарея, але частіше відсутня, тварини піддаються швидкої дегідратації, що викликає загибель тваринного після коматозного стану через один 2 дні від початку захворювання. В окремих тварин розвиваються артрити і менінгоенцефаліт. Серед інших ознак відзначають сонливість, парез, опистотонус, атаксию, судоми [T. K. Korhonen, M. V. Valtonen, J. Parkkinen, 1985].

Энтеритная форма характеризується діареєю і основним симптомом дегідратацією варьирующей від слабкої до важкої. Фецес рідкий, жовтого чи сіро-білого кольору. Телята не гинуть швидко, можуть хворіти протягом тижня без приросту маси чи можуть і видужувати. Ця форма найбільш часто є у Англії [W. J. Sojka, 1971], Ірландії [M. Morrin, P. S. Lariviere, R. Lallier, 1976], Канаді та [J. Hadad, З. L. Gyles, 1982], тоді наприклад переважає септицемическая форма колибациллеза [H. J. Greene, 1984].

Энтеротоксемическая форма колибациллеза характеризується колапсом і надмірної прострацією. Перебіг дуже швидке, немає діарея, смерть настає зазвичай, у межах 6−16ч з початку захворювання, тварина втрачає м’язовий тонус уже й стає параличным. За такої формі бактериемия не розвивається, але масивна проліферація Є. coli зокрема у нижньої і задньої частини тонкого кишечника. Штами Є. coli мукоидного типу, належать до Про групам 9 і десяти і які мають капсулярным антигеном, А проникають у мезентериальные лімфатичні вузли [З. З. Gay, 1971; З. З. Gay, P. S. M. Parish, T. З. McGuire 1982].

1.1.7. Патогенез. Основним шляхом інфікування телят більшість дослідників вважає аліментарний. Не виключається також зараження через носоглотку, внутріутробно та інші шляхами [Я. Є. Коляков, З. З. Гительсон, Л. З. Каврук, 1970; H. Fey, 1972; B. Tennant, D. Harold and ReinaM. Guerra, 1972; B. Tennant, D. Harold, ReinaM. Guerra, 1975; Дж. Х. Б. Рой, 1982; R. D. Linnabary, D. F. Dean, 1983; У. Риихикоски, 1986; I. Castrucii, F. Frigeri, M. Ferrari, 1987; А. А. Гутковский, Р. Л. Дворкін, 1989; У. Р. 3ароза, 1991].

Через війну швидкого розмноження бактерій значного збільшення їх кількості в кишечнику відбувається швидкий розпад мікробів, у якому вивільняються токсичні продукти — эндотоксины, викликають запалення шлунку й кишечнику, унаслідок чого різко посилюється перистальтика, що слід розглядати, як рефлекторну захист організму, прагне швидше вивести ринок із кишечника дратівливий агент [M. Morrin, P. S. Lariviere, R. Lallier, 1976].

При недостатню активність захисних механізмів кишкової стінки і, передусім фагоцитозу, эшерихии пробираються у лімфатичну і кровоносну системи та викликають септичний процес, який призводить до летальному исходу.

Розпочатий пронос викликає різке зневоднення тканин організму. Розмноження у крові бактерій і повіннь організму токсичними продуктами їх життєдіяльності і тканинного розпаду пригнічують діяльність центральної нервової системи, що дозволяє до кінця захворювання картину теплого коматозного состояния.

Новонароджений теля є цілком нездатним протистояти інфекційних захворювань, та кишківник його стерильний. Тому теляті потрібно протягом перших чотирьох годин життя выпоить щонайменше двох літрів молозива. З молозивом теля отримує антитіла, які перешкоджають розмноженню бактерій і вірусів, в нього формується пасивний імунітет. Набута в такий спосіб здатність до опору триває протягом 3−4 тижнів, після чого в теляти на 4−5 тижневому віці розвивається активний імунітет [Th. Smith, and M.L. Orcutt, 1925; E. F. Logan, and W. J. Penhale, 1971; W. J. Penhale, E. F. Logan, A. Stenhouse, 1971; I. E. Selman, G. H. de la Fuente, E. W. Fisher and A. D. MсEwan, 1971; E. F. Logan, 1974; J. N. Roy, 1980; G. H. Stott A. Pellah, 1982; ТОБТО. Besser, 1991; L. J. Perino, 1995].

Синдром дефіциту антитіл (СДА) з’являється в подсосных телят, якщо вони отримують недостатня кількість молозива чи молозиві відсутні гаммаглобулины. Зміст гаммаглобулинов в сироватці крові у кількості більш 500 мг забезпечує несприйнятливість до колибактериозу. З іншого боку встановлено, що 82,4% телят, що на колибактериозом мали виражений СДА [R. Kruedener, 1970].

Колибактериоз викликається невеликою кількістю энтеропатогенных штамів, які продукують энтеротоксины, яких новонароджені тварини мають підвищеної чутливістю [E. M. Kohler, 1971; A. Kircher, 1981].

Энтеротоксины Є. coli стимулюють аденилциклазу в епітеліальних клітинах кишечника. Цей ензим діє каталитически при освіті циклічного 3', 5'-аденозинмонофосфата (сАМР) з аденозинтрифосфата (АТР). Збільшення кількості 3,5 аденозинмонофосфата з (АМР) викликає зміна транспортування іонів, ингибируя активну абсорбцію натрію і стимулюючи виділення іонів хлору і бікарбонату, унаслідок чого відбувається накопичення рідини в просвіті кишечника і цього наявний значний пронос [E. Salajka, 1980].

Чимало дослідників вважає, що дефіцит вітаміну, А головне передумовою виникнення колибациллеза у телят [М. І. Старикова, 1994; М. І. Старикова, 1994].

Телята, народжені від корів з низьким змістом вітаміну На молозиві були піддаються захворювань, таких як білий пронос, пупкова інфекція, захворювання суглобів, по порівнювати з телятами, котрі народилися від корів з відносно містило велику кількість вітаміну, А [F. Blakemore, A. Davies, E. Eylenburg, Т. Moore, K. З. Sellers and A. N. Worden, 1948]. Взаємозв'язок між дефіцитом вітаміну Проте й колибациллезом також встановили і інші вчені: [R. A. Willoughby, D. G. Buttler and J. K. Thorton, 1970; H. Fey, 1972; R. G. Hansen, P. H. Phillips, G. W. Rupel, 1976; J. N. Roy, 1980; H. Fey und P. S. Lindt, 1982; G. J. Pearson, E. F. Logan, 1986].

За деякими даними [W. J. Sojka, 1970; H. Fey und G. Hunyady, 1972; У. М. Чекишев, У. М. Васильєв, А. І. Кабанцев, 1983; R.K. Braun, B.C. Tennant, 1983; A. P. S. Sheikh P. P. S. Bradford, P. S. З. James, B. Patricia, B. F. Thomas, H. Richard, D. George, D. R. Lin, W. Bert, 1995], вирішальна роль иммуноглобулинового дефіциту в патогенезі колисеятицемии у неонатальних телят, належить грам-негативным бактериям.

1.1.8. Специфічна профілактика і терапія. Неухильне виконання комплексу зоотехнічних, зоогигиенических і організаційних заходів є непорушною основою у справі отримання, збереження та вирощування молодняку. Виходячи з цього попередження колибактериоза, передусім, необхідно створити сприятливі умови годівлі та змісту стельных корів і новонароджених телят. Ізоляція новонароджених телят у спеціальній ізольованому приёмном відділенні є найважливішим ланкою у ланцюзі ефективних профілактичних і протиепізоотичних заходів проти колибактериоза телят. Необхідність і ефективність таких заходів визнані давно, і проведення їх рекомендується багатьма вченими [H. Fey, 1972; Л. До. Волинець, 1978; А. У. Драгомир, 1982; У. Т. Самохин, М. А. Сидоров, Р. До. Волков, 1983; П. А. Рыдак, 1984;С. І. Джупина, І. І. Фельдман, У. М. Чекишев, 1986; P. Р. Иксамов, М. П. Неустроєв, 1987; Р. Ф. Коромыслов, М. М. Михайлов, 1987; А. А. Гутковский, Р. Л. Дворкін, 1989; Т. Otoi, Т. Toujou, H. Toujou, M. Hasimoto, 1990; У. Р. 3ароза, 1991; З. І. Плященко, 1991; Р. До. Волков, У. М. Гущин, У. Д. Баранников, 1996; E. З. Воронін, Д. А. Девришов, Р. У. Петров, У. П. Шишков, 1996; А. М. Куриленко, 1996].

Раннього выпаиванию молозива надають великого значення [Я. Є. Коляков, З. З. Гительсон, Л. З. Каврук, 1970; A. D. MсEwan, E. W. Fisher, I. E. Selman, 1970; T. З. Guire, N. E. Pfeiffer, J. M. Weikel and R. З. Bartsch, 1976; Я. Є. Коляков, 1978; М. І. Немченко, Т. Д. Гришина, 1983; М. І. Немченко, 1984; У. Р. 3ароза, 1985; R. Morar, 1985; Р. У. Полушин, 1987; E. З. Воронін, Д. А. Девришов, Л. Я. Ставцева, 1989; М. І. Немченко, 1989; E. З. Воронін, Л. Я. Ставцева, Т. М. Грязнева, 1990; P.E. Howe, 1991; До. Ф. Думбур, У. У. Левенець, Про. М. Ткаченко, А. До. Думбур, 1996]. При зберіганні молозива хімічний склад. Його швидко наближається до складу звичайного молока, причому кислотність молозива тільки в корів знижується швидко, у те водночас як в інших. помалу. Зниження кислотності молозива несприятливо впливає організм теляти, у разі відзначається великий відсоток захворювання і отхода.

Специфічна профілактика полягає в пасивної імунізації новонароджених сироваткою. Про позитивному застосуванні антиколибактериозной сироватки повідомляли багато дослідниками [P. Ehrlich, 1892; З. O. Jensen, 1905; Ф. Гутира, І. Марек, Р. Маннингер, І. Сечі, 1961; З. І. Губкин, А. І. Коган, 1971; A. Dam, 1971; E. F. Logan, and W. J. Penhale, 1971; Я. Є. Коляков, 1978; Y. Danieli, I. Kornitzer, R. Tamarin, 1979; А. Т. Флюстиков, 1982; У. А. Аликаев, У. У. Матюшин, 1983; Є. У. Андрєєв, М. Д. Бакуменко, А. До. Панасенко, У. І. Тертышник, Л. Т. Лещенка, Р. І. Бессараб, 1983; Р. У. Гнатенко, Л. Т. Тупиця, 1984; У. М. Чекишев, Т. У. Бондар, Про. А. Колганова, 1985; Р. У. Полушин, 1987; З. M. Scanlan, 1988; Є. З. Сухарєв, 1994; М. Х. Шайхаманов, У. П. Грамолин, Б. М. Авакаяц, 1994; Р. До. Волков, У. М. Гущин, У. Д. Баранников, 1996; B. З. Солодков, Є. Еге. Школярів, Р. Ф. Коломнина, Є. М. Лук’янова, У. М. Алейников, 1996; З. У. Вальциферова, 1997] .

Противоколибактериозную сироватку особливо важливо вводити телятам, котрих було позбавлено молозива і молодняку, матері яких було переведено з іншого господарства і тому перебувають у молозиві антитіла, невідповідні мікрофлорі нового приміщення [B. З. Шипилов, У. До. Копытин, 1984; З. Staak, 1992].

Дослідження [M. M. EI-Nageh, 1967; H. Fey, 1971a; H. Fey und G. Hunyady, 1972; B. Tennant, B.H. Baldwin, 1979; H. Fey und A. Margadant, 1981; М. І. Немченко, Т. Д. Гришина, 1983; Ю. М. Федоров, І. Д. Фесенко, М. Ю. Горбунова, З. Про. Кодыров, І. Ю. Пичкова, 1983; У. М. Чекишев, У. М. Васильєв, А. І. Кабанцев, 1983; М. І. Немченко, 1984; У. Т. Сидоров, 1984; B. З. Шипилов, У. П. Шишков, У. Р. Зароза, У. П. Карев, Р. Д. Смоленська, 1987; A. Badiu, T. Nedelcu, 1989; Ю. М. Федоров, 1996; Ю. М. Федоров, Про. А. Верховский, 1996], показали велике значення гипогаммаглобулинемии, як однієї з важливих певних чинників у виникненні колибактериоза у новонароджених телят. Автори встановили, в усіх телят полеглих від колисептицемии, спостерігалася гипочи агамаглобулинемия [A. K. Lascelles, G. H. Me Dowell, 1974; T.C. McGuire, D.S. Adams, 1982].

Наявність До агглютининов в сироватці молозива, захищають телят від колисептицемии та інших форм колибациллеза виявив З. З. Gay, 1971. Їм встановлено, що 45 телят з 59 кормившихся молозивом загинули внаслідок відсутності До агглютининов в скармливаемом молозиве.

Аналогічні дослідження щодо дефіциті До агглютининов в молозиві корів і, отже, про розвиток колисептицемии у новонароджених телят провели багато вчених [З. Briggs, 1951; H. W. Smith and M. A. Linggood, 1972; F. Orskov, G. Orskov, H. W. Smith and W. J Sojka, 1975; B. Kaijser, P. S. Ahlstedt, 1977; У. Б. Федотов, 1982; J. Hadad, C.L. Gyles, 1982].

Успіхи, досягнуті в вивчення антигенної структури збудника колибактериоза телят, дозволили ученим запропонувати активні кошти специфічної профілактики цього захворювання імунні сироватки і лактоглобулины [Ф.Н.Щепетов, 1951; R. Aschaffenburg, P. S. Bartlett, P. S. K. Kon, J.M. Roy and D. M. Walker, 1951a; P. Lepine, 1963; До. Геров, П. Чушков, Р. Георгієва, 1965; У. До. Чорнуха, 1968; С. И. Губкин, А. І. Коган, 1971; М. З. Жосан, 1974; М. З. Жосан, 1976; Е. В. Гублер, А. А. Генкин, 1978; L. P. S. Young, 1984; У. Б. Билоштан, 1985; У. П. Павлов, Т. М. Грязнева, Є. У. Чічікова, 1988; М. З. Жосан, 1992; У. У. Бурсуков, 1993; W. Zaremba, 1993; З. У. Вальциферова, 1997].

Про позитивні результати фаготерапии в ранніх випадків захворювання телят колибактериозом повідомляли багато дослідників [До. М. Шерстобаев, 1944; З. М. Муромцев, 1947; Я. Є. Коляков, З. З. Гительсон, Л. З. Каврук, 1970; H. Fey, 1972; Л. Б. Борисов, 1976; Я. Є. Коляков, 1978; А. З. Овод, А. Р. Морозов, 1986; M. Decun, 1986; А. А. Гутковский, Р. Л. Дворкін, 1989].

Для лікування діареї у новонароджених телят У. Риихикоски (1986) рекомендує таку програму: a) голодна дієта; b) лікування із застосуванням мінеральних солей; з) лікування антибіотиками; d) лікування шляхом значного підвищення кислотності всередині кишечника; e) профілактика всмоктування до крові бактерій та його токсинів; f) створення тваринам хороших умов забезпечення і забезпечення їх якісними кормами.

Як неспецифічних профілактичних і лікарських засобів при колибактериозе рекомендуються й закони використовують різні антибіотики [І. Є. Мозгов, 1968; W. J. Sojka, 1971; H. Fey, 1972; B.J. Buntain and I.E. Selman, 1980; E. З. Фортинская, А. М. Наумова, Є. А. Маркова, 1983; H. J. Greene, 1983; М. А. Сидоров, У. М. Гущин, 1984; H. Balbierz, L. Kuchar, 1984; З. І. Джупина, І. І. Фельдман, У. М. Чекишев, 1986; G. Rademacher, G. Dirksen, 1986; А. А. Гутковский, Р. Л. Дворкін, 1989; Р. П. 3адорожняя, У. Д. Уманець, 1990; У. А. Антипов, 1991; Ю. Юнисова, Т. П. Жарова, 1996; П. А. Паршин, З. У. Шабунин, 1997].

У зв’язку з дуже широким застосуванням антибіотиків, придбала особливо важлива значення проблема антибіотикостійкості мікробів. Збільшення антибиотикоустойчивых штамів мікробів може змінитися мікробіологічний, клінічний, можливо эпизоотологический фон низки інфекційних захворювань і, насамперед, масових захворювань молодняку. Антибиотикоустойчивые штами кишкової палички, виділяючись було багато з фекаліями у зовнішню середу інфікують приміщення, предмети догляду за телятами, посуд і ін., що зумовлює потрапляння і заселенню кишечника новонароджених клінічно здорових телят. Тож у час антибіотики застосовуються попереднім визначенням чутливості ізольованих мікробів до антибіотиків [Р. У. Гнатенко, 1968; Я. Є. Коляков, 1978; R. J. Bywater, 1983; Л. А. Таранова, 1984; E. З. Фортинская, А. М. Наумова, Є. А. Маркова, 1983; У. А. Антипов, 1991].

Дослідженнями низки авторів [J. W. Boyd, J.R. Baker, A. Leyland, 1974; До. Эльце, X. Мейєр, Р. Штейнбах, 1977; O. M. Radostis, P. S. D. Acres, 1983; Ю. А. Ширванян, А. А. Акопов, 1985; M. Decun, 1986; А. А. Гутковский, Р. Л. Дворкін, 1989] було встановлено висока чутливість переважаючого числа штамів Є. coli до cульфаниламидным препаратів, тоді як, їх опірність деяким антибіотиків значно повышалась.

Для профілактики колибактериоза новонароджених телят М. А. Сидоров з співавт. (1978, 1980, 1996) рекомендує застосовувати колипротектан відразу після народження, у дозі 10−15 мл per os і у протягом двох днів, у тієї ж дозі (всього 6 раз). Колипротектан сприяє різкого зниження захворюваності (до 10−20%) та підвищення схоронності телят (до 95−98%). Застосуванню материнської і гетерогенної крові при гострих шлунково-кишкових захворюваннях новонароджених тварин присвячено чимало робіт вітчизняних і зарубіжних авторів [H. Fey, 1972; Є. У. Андрєєв, М. Д. Бакуменко, А. До. Панасенко, У. І. Тертышник, Л. Т. Лещенка, Р. І. Бессараб, 1983; Дж. Х. Б. Рой, 1982; У. Риихикоски, 1986; А. А. Гутковский, Р. Л. Дворкін, 1989]. Досліди [У. П. Урбан, 1966; У. До. Чорнуха, 1968; У. П. Урбан, І. Л. Найманов, 1985; У. П. Павлов, Т. М. Грязнева, Є. У. Чічікова, 1988] показали, що використання сироваткових полиі гаммаглобулинов буває результативнішим, ніж застосування цільною крови.

З симптоматичних коштів E. W. Fisher and de la G. H. Fuente, 1972; H. Rascova, 1974; Є. Рашкова, Т. Сехер, До. Рашка, У. Матейовска, Л. Палак, 1976; J. Blanu, J. H. Parvu, O. Lvanciu, 1983; R. J. Bywater, 1983; У. У. Митюшин, 1984; H. J. Greene, 1984; I. M. Naylor, 1986; Р. Ангелів, Б. Абделмалек, 1987; I. M. Naylor, 1987; А. І. Теш, 1990; М. Т. Вінніков, 1993; А. Р. Шитий, М. З. Дудникова, Л. М. Тихомирова, 1993; М. Х. Шайхаманов, У. П. Грамолин, Б. М. Авакаяц, 1994, рекомендують при колибактериозе телят, сопровождающимся профузным поносом і сильним обезвоживанием організму, застосування водно-электролитных розчинів. У неперервному зв’язку про те, що міра плазми крові зменшується і вона стає гипоосмотической стосовно кишкової рідини, бо лише вода, але зв іони Na+, K+, Clі HCO3- виходять із плазми в просвіток кишечника, а слизова кишечника перетворюється на секреторный орган, всмоктування води та електролітів припиняється. Автори рекомендують на початку хвороби, при легкому перебігу, изотонические розчини, а при важкому перебігу — парентерально — гипертонические, з обов’язковим включенням іонів натрію, хлору і бикарбоната.

Деякі автори рекомендують витаминотерапию, наприклад гексавит (А1, В1, В2, В6, З, Є, Р). Рутин збільшує тривалість циркуляції сольових кристалловидных розчинів в кров’яному руслі і тим самим зменшує проникність капілярів. Вітамін З усуває гіпоксію і метаболічний ацидоз, сприяє нормалізації окисно-відновних процесів [F. Blakemore, A. Davies, E. Eylenburg, Т. Moore, K. З. Sellers and A. N. Worden, 1948; R. G. Hansen, P. H. Phillips, G. W. Rupel, 1976; У. А. Аликаев, У. У. Матюшин, 1983; У. І. Федюк, 1983; У. Риихикоски, 1986; А. А. Гутковский, Р. Л. Дворкін, 1989; Я. Я. Самуйленко, 1996].

Антисекреторні чинники (хлорпромазин та інші похідні фенотиазина, нікотинова кислота, опій, аспірин, соматостатин, гликокортикоиды, амфотерицин У, похідні барбарису та інших.) призводять до нормальної абсорбції електролітів та води в кишечнику, ингибируя надмірну секрецію. Хлорпромазин має сильний антисекреторным дією, ингибируя діарею, викликану энтеротоксином TL — Є. coli. Цей препарат обмежує надмірну активність циклічного аденозинмонофосфата (сАМР). Він діє анти-секреторно під час лікування діареї, викликаної энтеротоксином TS — Є. coli.

Крім анти-секреторной діяльності фенотиазиновые препарати мають досить сильним бактерицидною дією, стосовно деяким штаммам Є. coli. З іншого боку ці препарати впливають на плазмідами, відповідальні синтез адгезивных фимбрий, энтеротоксинов, і навіть перешкоджають комплексної резистентності эшерихий до антибіотиків і гальмують синтез компонентів адгезивных антигенів, обмежують колонизирующее дію [A. I. Furowicz, W. Zyska, 1988].

1.2. Специфічна імунологічна реактивність телят в постнатальний период.

Молозиво для новонародженого виключно повноцінної і легко засвоювання їжею. Забезпечуючи потреби новонародженого у необхідних поживних речовинах, воно, ще, є носієм імунних тіл і антибактеріальних речовин, що передаються від нащадку, службовців для захисту молодого організму від інфекції першому етапі жизни.

Природа захисних властивостей молозива була предметом тривалого вивчення. Вперше дослідження з з’ясовуванню ролі молозива у створенні імунітету телят почалися після опублікування робіт P. Ehrlich [1892], який ухвалив, що з дитинчат, народжених від мишей, иммунизированных рицином і абрином несприйнятливість до цих отрутам не передається плацентарным шляхом, а з’являється тільки після ссання молозива иммунизированных мышей.

Оцінюючи експерименти Ерліха І. І., М. Мечников [1951] писав: «У межах своїх етюдах про успадкованому імунітет Ерліх зазначив поки що не інший важливий чинник, саме у пряму передачу материнських антитіл в молоко при ссанні. Він прямо показав своїми дослідами над мишами, що відбувалися немає від імунних матерів, а вигодуваних імунними самками, що цьому, молоді миші були імунізовані до рицину, абрину і правцевому та дифтерійному токсину. Це цікаве полі досліджень дало багато важливих результатів, а майбутньому, напевно, буде ще багато чого досягнуто у тому направлении».

У різних видів звірів, які мають эпителиохориальная плацента (коня, велика рогата худоба, свині, кози) антитіла не проникають з материнським організмом в плід плацентарным шляхом. У цих видів звірів передача антитіл від новонародженому можлива колостральным шляхом (через молозиво). З молозивом новонароджені жуйні отримує необхідний запас імунних тіл. [П. П. Емельяненко, 1987; Ю. М. Федоров, 1988; І. М. Карпуть, 1993].

Імунологічне дослідження молозива показало, що концентрація антитіл в молозиві перевершує таку в сироватці крові. Понад те, молозиво містить антитіла, відсутні в сироватці [У. А. Фортушний, 1984].

Результати досліджень Th. Smith and R.B. Little, 1922b; R. P. S. Comline H. E. Roberts, D. A. Fitchen, 1951; R. P. S. Comline, H. E. Roberts, D.A. Fitchen. 1951; H. Fey, 1968; A. Kaeckenbeeck, G. Colinet, F. Schoenaers, 1971; P. D Porter, 1972; W. J. Penhale, E. F. Logan, I. E. Selman, E. W Fisher, 1973; У. Дж. Герберт, 1974; G. H. Stott and B. E. Menefel, 1977; J. A. Patt, 1977; І. І. Головистиков, 1979; G. H. Stott, D. B. Marx, B. E. Menefel and G. T. Nightengale, 1979; G. H. Stott, D. B. Marx, B. E. Menefel and G. T. Nightengale, 1979; G. H. Stott, D. B. Marx, B. E. Menefel and G. T. Nightengale, 1979; Т. Brignole, J. Stott, 1980; L. J. Buch, Т. Є. Staley, 1980; І. М. Карпуть, У. М. Холод, 1982; G. H. Stott A. Pellah, 1982; Ю. М. Федоров, І. Д. Фесенко, М. Ю. Горбунова, З. Про. Кодыров, І. Ю. Пичкова, 1983; Еге. Купер, 1985; У. М. Чекишев, Т. У. Бондар, Про. А. Колганова, 1985; B. З. Шипилов, У. П. Шишков, У. Р. Зароза, У. П. Карев, Р. Д. Смоленська, 1987; М. З. Жосан, 1988; У. Р. 3ароза, 1989; З. І. Плященко, У. Т. Сидоров, А. Ф. Трофимов, 1990; Т. Є. Besser, O. Szenci, З. З. Gay, 1990; Ю. М. Федоров, Про. А. Верховский, 1996; F. У. Carry, 1996, також свідчать, що абсорбція імуноглобулінів молозива відбувається звичайно протягом перших 24—36ч життя тваринного, поступово вповільнюючись до 10- 12 год віку до повного припинення. Всмоктування імуноглобулінів відбувається у кишечнику, і крізь лімфатичні дорозі потрапляють у кров. Імуноглобуліни з’являються у лимфе вже 1−2 год після вступу в дванадцятипалу кашку животного.

Важливе значення молозива у створенні імунітету у новонароджених телят вперше відзначили P. H. Romer, H. Much [1906]. Надалі їх дані були підтверджені дослідженнями численних авторів [R. Aschaffenburg, P. S. Bartlett, P. S. K. Kon, P. Terry, P. S. Y. Thompson and D. M. Walker, 1949a; R. Aschaffenburg, P. S. Bartlett, P. S. K. Kon, D. M. Walker, З. Briggs, E. Cotchin and R. Lovell, 1949b; R. Aschaffenburg, P. S. Bartlett, P. S. K. Kon, J. M. Roy and D. M. Walker, 1951a; R. Aschaffenburg, P. S. Bartlett, P. S. K. Kon, P. S. Y. Roy, D. M. Walker З. Briggs and R. Lovell, 1951b; З. Briggs, 1951; E. Selman, A. D. McEwan and E. W. 1970; P. Blackmer, 1973; V.C.R. Irvin, 1974; З. У. Вальциферова, 1997; L. Hirszfeld et J Lille-Azyszkowierz, 1979; J. N. Roy, 1980; І. М. Карпуть, У. М. Холод, 1982; З. З. Gay, 1984; J. J. Geene, 1984; R. Morar, 1985; Р. М. Печникова, Т. У. Окунева, Про. М. Гризлова, 1988; І. М. Карпуть, А. Р. Ульянов, У. І. Бабин, 1990; P.E. Howe, 1991; З. Staak, 1992; W. Zaremba, 1993; Т. Є. Besser, З. З. Gay, 1994; P. P. Ігнатьєв, Р. Ч. Бондаренко, 1994; F. У. Carry, 1996; Д. М. Масюк, 1997; L. J. Perino, 1997].

У сироватці крові новонароджених телят не виявляли агглютинины [Th. Smith and R. B. Little, 1922; Th. Smith and R.B. Little, 1922b; P. S. З. Whipp and P. S. T. Donta, 1976; A. N. Thepfilopoulos, F.J. Dixon, 1979; J. M. Tyler, J. P. S. Cullor, M. З. Thurmond, 1989; K. Walser und H. Brumer, 1987] до кишкової паличці, хоча у сироватці крові матерів й у молозиві вони накладала значну кількість. Після поения теляти молозивом в сироватці його крові зазначені агглютинины з’являлися. Понад те, молозиво, здобуту у перші ж години отелення, в дозі 0,2 мл охороняло морських свинок від зараження 1−1,5 мінімальними смертельними дозами культури кишкової палички. Автори дійшли висновку, що годівля телят молозивом має величезну значення у створенні несприйнятливості до колиинфекции.

У молозиві корів виявлено імунний глобулін, має важливого значення, як носій антитіл, у створенні стійкості новонароджених телят до інфекційних захворювань [H. W. Smith, 1971; H. W. Smith, 1976; H.W. Smith, 1978] .

Дослідження механізмів транспорту, й катаболізму імуноглобулінів in vitro показало, що спочатку всмоктування утворюється комплекс між иммуноглобулинами і специфічними рецепторами ентероцитів. У взаємодії з рецепторами клітин кишечника бере участь Fc-фрагмент імуноглобулінів. Мабуть, зв’язування імуноглобулінів з клітинами охороняє їхнього капіталу від катаболізму і сприяє транспорту до крові [D. Eddie, M. Sohulkind, I. Robbins, 1971; І. І. Головистиков, 1979]. Процес перенесення найактивніше йде при рН 6,0−6,5, що він відповідає кислотності рідини в тонкому відділі кишечника новорожденных.

Імуноглобуліни великої рогатої худоби були ідентифіковані як аналоги по фізико-хімічної і антигенної характеристиці до людським IgG, IgA і IgM. Два класу IgG: IgG1 і IgG2 імунологічно і біологічно розрізнялися. Секреторный IgA було ідентифіковано в епітелії слизової оболонки кишечника в секреторных компонентах. IgG1 є домінуючою в молочної секреції, IgM перевищує IgA в секреції травлення преруминантных телят [P. D. Porter, 1973; J. A. Roth, J. W. Sexton, 1975; R. Sakulramrung, G. L. Domingae, 1985; G. Riedel-Caspari, 1993;] .

IgM і IgA відіграють істотне значення у місцевій (локальної) реакції вимені при зараження бактеріальними антигенами, і навіть, мабуть, ці дві імуноглобуліну взаємодіють в захисному механізмі новонароджених телят [R. A. Wilson and I. W. Jutila, 1976; P. Pivont, R. Gregoire and H. Antoine, 1984; L. P. S. Young, 1985; M. L. Wickstrom, 1987].

У новонароджених интестинальная адсорбція колостральных антитіл не селективна, в такий спосіб иммуноглобулиновый профіль сироватки постколостральных телят має схожість із молозивом і це забезпечує надзвичайно високий рівень секреторного IgA в циркуляції крові. Секреторні IgA і IgM істотно сприяють пасивному імунітету, хоча їх тривалість в сироватці крові телят становить відповідно лише 2 і 4 дня [G. G. B. Klaus, A. Bennett and E.W. Jones, 1979; R.K. Braun, B.C. Tennant, 1983; J. Brenner, 1991].

Концентрація імуноглобулінів в молоці корів знижується швидко протягом перших 3 днів лактації і, малоймовірно, що сприяє локальної захисту аліментарного тракту телят після перших тижнів. Проте, локальний синтез імуноглобулінів є доказовим в иммуноцитах, що є на кінці епітеліальних клітин травлення і секреція імуноглобулінів починається на 2-ой тижню життя [H. Fey, 1967; E. F. Logan, and W. J. Penhale, 1971; J. E. Butler, З. A. Kiddy, З. Maxwele, M. B. Hylton, A. Asofsky, 1971; J.W. Boyd, 1972; P. D. Porter, D. E. Noakes, and W. D. Allen, 1972; E. F. Logan, 1974; У. М. Чекишев, 1977; Ю. М. Федоров, І. Д. Фесенко, М. Ю. Горбунова, З. Про. Кодыров, І. Ю. Пичкова, 1983; У. М. Чекишев, Т. У. Бондар, Про. А. Колганова, 1985; Т. Є. Besser, 1988].

Ефективність абсорбції лактоглобулинов пов’язані з кількістю проковтнутого молозива [I. E. Selman, A. D. McEwan, E. W. Fisher, 1971; Т. Brignole, J. Stott, 1980; З. З. Gay, Т. McGuire, P. S. M. Parish 1983;] і впливом присутності корів матерів протягом 24 год життя [E. Selman, A. D. McEwan and E. W. 1970; D. F. Wolfe, 1985; Ю. М. Федоров, Про. А. Верховский, 1996].

Протягом годин після прийому молозива імуноглобуліни з’являються у сироватці і крізь четыре-восемь годин — в синовии. Иммуноглобулиновый профіль синовии має схожість із сироваткою крові телят і коров-матерей [H. Fey, 1972]. Це пояснює, чому телята, отримали молозиво більш резистентні до септицемії і полиартритам, ніж телята, які досить отримують молозиво.

Молозиво чудовий генератор, протеїну, вітамінів А, Д і комплексу вітамінів У, і навіть кальцію, фосфору, магнію і хлоридів. При дефіциті зазначених компонентів молозива і, особливо, вітаміну, А резистентність до Є. coli інфекції різко знижується. [Th. Smith and R. B. Little, 1922; H. Fey und P. S. Lindt, 1982; З. З. Gay, 1984; J. J. Geene, 1984; R. Morar, 1985; P.E. Howe, 1991].

Молозиво корів містить високий рівень імуноглобулінів, серед яких 75% IgG, IgA і IgM разом становлять близько 20% від імуноглобулінів молозива [J. A. Roth, J. W. Sexton, 1975].

За даними дослідників [E. W. Fisher, 1971; J. W. Boyd, 1972; E. W. Fisher, A. A. Martinez, Z. Trainin, 1975], ризик захворюваності та летальності можна передбачити у телят 48 год віку щодо рівня сироваткових імуноглобулінів. Новонароджені телята з рівнем IgG і IgM менш як 0,8 і 0,2 мг/мл відповідно, гинули від неонатальної септицемії, тоді як в телят з рівнем IgG і IgM 5,0 і 0,6 мг/мл відповідно, розвивалася энтеральная інфекція. Телята з постколостральным сывороточным рівнем 7,5 і 0,8 мг/мл IgG і IgM відповідно, були нормальні (клінічно здорові). Отже, телята з помірковано низькому рівні імуноглобулінів мали достатній імунітет, попереджуючий септицемию, але з профилактировали энтерит.

Численні дослідження свідчать, що є кореляція між пасивно набутими сывороточными иммуноглобулинами і виживанням неонатальних телят [H. Fey, 1967; H. Fey, 1968; E. F. Logan, A. Stenhouse, D. J. Ormorod and W. J. Penhale, 1974; T. A. Ferris, J. W. Thomas, 1975; R. K. Braun, B.C. Tennant, 1983; P. Dobbelaar, I. P. T. M. Noordhuizen and K. Van A. P. S. Keulen, 1987; A. Lacheretz, J. Chontol, P. Desmettre, 1987].

Визначення рівня сироваткового імуноглобуліну у новонароджених є клінічно важливим, бо їх кількість впливає на сприйнятливість телят до захворювання. Иммуноглобулиновые фракції становлять приблизно одну третю значення загального сироваткового протеїну. Імуноглобулін дефіцитні телята мають низька значення загального протеїну, цього вказують показання рефрактометра. Рефрактометр це не дає пряме вимір сироваткового імуноглобуліну подібно цинк-сульфатному, натрий-сульфитному і глутаральдегидному тестів, але передбачає швидкий підрахунок рівня сироваткового імуноглобуліну і може легко застосовуватися у практичної ветеринарії [D. G. McBeath, W. J. Penhale, E. F. Logan, 1971; A. D. Me Ewan, E. W. Fisher, I. E. Selman and W. J. Penhale, 1970; N. E. Pfeiffer, T. З. McGuire, 1977; N. E. Pfeiffer, T. З. McGuire, R. E. Bendel and J. M Weikel, 1977; B. Tennant, B.H. Baldwin, 1979; H. Frerking, von E. Henkel and E. Schwartz, 1980; H. Balbierz, M. Nicolaijczuk, J. Zeilinski, 1983].

Обсяг сироватки необхідний рефрактометрического тесту дуже незначний (приблизно 0,2−0,3 мл) і якщо доступно центрифугування, оцінку концентрації імуноглобуліну, який відповідає вимогам, можна отримати у межах 30 хв із них проб. Рефрактометрический тест, як інші (цинк-сульфатный, натрий-сульфитный, глутаральдегидный) залежить від гемоконцентрации і має незначне значення щодо иммуноглобулинового статусу дегидратированных (збезводнених) телят [D. G. McBeath, W. J. Penhale, E. F. Logan, 1971; Ю. М. Федоров, 1988].

Рефрактометр дозволяє визначити иммуноглобулиновый статус неонатальних телят з різноманітною ступенем ризику. Норма цієї оцінки для телят голштинською породи великої рогатої худоби (молочного напрями) следующая:

1. Високий ризик захворюваності та летальності відзначають за 23−24-відсоткового рівня загального сироваткового протеїну 4,9 г/100 мл;

2. Середній ризик — за 23−24-відсоткового рівня загального сироваткового протеїну 5,0−5,4 г/100 мл.

3. Низький ризик — за 23−24-відсоткового рівня загального сироваткового протеїну 5,5−6,9 г/100 мл. [D. G. McBeath, W. J. Penhale, E. F. Logan, 1971; R.K. Braun,.

B.C. Tennant, 1983].

Для вивчення кореляції великого рогатого худоби між пасивно набутими антитілами і на інфекційні захворювання було проведено численні дослідження, застосовуючи метод кількісного визначення імуноглобулінів [A. D. Me Ewan, E. W. Fisher, I. E. Selman, 1970; J. W. Boyd, 1972; W. J. Penhale, E. F. Logan, I. E. Selman, E. W Fisher, 1973; E. F. Logan, A. Stenhouse, D. J. Ormorod and W. J. Penhale, 1974; G. H. Stott and E. J. Reinhard, 1978; G. G. B. Klaus, A. Bennett and E. W. Jones, 1979; G. H. Stott, D. У. Marx, У. E. Menefel, and G. T. Nightengale, 1979; N. H. Teng, H. P. S. Kaplan, J. M. Herbert, 1985].

Найширше застосовуються метод прямий радіальної иммунодиффузии [N. E. Pfeiffer, T. З. McGuire, 1977; У. М. Чекишев, 1977; N. E. Pfeiffer, T. З. McGuire, R. E. Bendel and J. M Weikel, 1977; А. А. Тихомиров, 1997] і цинк-сульфатный тест помутніння [A. D. Mс Ewan, E. W. Fisher, I. E. Selman and W. J. Penhale, 1970; М. З. Жосан, 1989].

Найбільш точний та простий метод для тестування рівня імуноглобулінів, застосовуваний на фермі чи наукової лабораторії є натрий-сульфитный преципитационный тест. Натрій сульфит у відповідній концентрації (14, 16, 18%) викликає преципитацию імуноглобулінів, подібно тому як і цинк-сульфатный тест. Значення помутніння, викликаний взаємодією натрію сульфата і імуноглобулінів пропорційно ступеня захисту телят [N. E. Pfeiffer, T. З. McGuire, 1977; N. E. Pfeiffer, T. З. McGuire, R. E. Bendel and J. M Weikel, 1977; T.C. McGuire, D.S. Adams, 1982; Ю. М. Федоров, 1988].

Для виявлення гипогаммаглобулинемии у неонатальних телят застосовують також швидкий скринінг тест. Тест грунтується на коагуляції імуноглобулінів глутаральдегидом удесятеро % концентрації. Иммуноглобулиновая концентрація у досліджуваних телят, даним методом, було класифіковано як висока 6 мг/мл, проміжна 4,1−6 мг/мл і низька 4 мг/мл [B. Tennant, B.H. Baldwin, 1979].

1.3. Неспецифическая імунологічна реактивність новонароджених телят.

Результати багаторічних досліджень стану неспецифічної імунологічної реактивності організму сільськогосподарських тварин свідчить у тому, що захисні сили їх є динамічним показником і визначаються як генетичними особливостями організму, і впливом різних чинників довкілля. Несприятливий вплив довкілля призводить до ослаблення стійкості організму і, зазвичай, до виникнення та поширенню різноманітних захворювань, в тому однині і інфекційних. Організм тварин за процесі внутрішньоутробного розвитку продукує клітини, здійснюють фагоцитоз і молекули з вираженим протимікробних дією — лизоцим, комплемент, пропердин, імунні глобулины інші чинники природною резистентності. З віком тварин вони динамічно змінюються [З. J. Howard, A. A. Glynn, 1971; У. У. Микільський, У. П. Литвин, 1974; П. А. Емельяненко, 1979; У. Т. Сидоров, 1984; B. З. Шипилов, У. До. Копытин, 1984; R.M. Miller, A.J. Guidry, M.J. Poape, 1988; G. Mulcahy, P.J. Gunn, 1988; З. І. Плященко, 1991].

Імунологічна реактивність у новонароджених телят формується які і сягає повноцінної виразності лише з певному рівні їх індивідуального фізіологічного розвитку [B. З. Бузлама, З. М. Сулейманов, У. М. Долгополов, М. М. Коновалов, М. М. Рецкий, І. З. Толкачов, Т. І. Агєєва, 1978].

Як критеріїв ступеня реактивності тваринного організму використовують [У. У. Микільський, У. П. Литвин, 1974]: динаміку накопичення антитіл, коливання бактерицидною активності крові, опсоно-фагоцитарную реакцію, спеціальну внутрикожную пробу і картину крові. Протягом 10−15 днів життя в телят більш виражена клітинна захисна функція організму, що характеризується активним фагоцитозом мікроорганізмів. Так, опсонофагоцитарный показник стосовно кишкової паличці у перших 10−15 днів життя дорівнював 8, в 30−40 днів — 3,7 а 60−70 днів — 1,4. Подібні результати отримано щодо гуморальних захисних чинників організму. Фагоцитарная здатність лейкоцитів у крові грає великій ролі в противомикробной захисту новонародженого теляти. За даними дослідників, фагоцитарная активність гранулоцитов крові новонароджених телят до выпойки молозива влітку (червень-липень) сягає 98−100% (у матерів 90−95%). Фагоцитарное число (8−16) трохи нижче, ніж у крові коров-матерей (16- 19). Активність лизоцима по лизису тест-микроба в агаровом гелі визначали в сироватці крові телят і молозиві коров-матерей. Кількість лизоцима в розмірі 5 перших порцій молозива одно 13±0,26 мкг/мл, в сироватці крові новонароджених телят до выпойки молозива — 12±0,69, на 10-ї день — 13,4±0,61 й у 3 місяці — 12,5±0,017. Отже, автори не встановили відмінностей у змісті лизоцима в сироватці крові телят у різних вікових періодах [З. М. Преображенський, М. І. Блінов, М. У. Єршова, Р. У. Вишинський, 1974].

У університеті штату Оклахома, національної лабораторії з вивчення хвороб тварин за навіть Гуэлфском університеті Канада [O. Barta, V. Barta, 1972] на плодах і новонароджених телятах визначали бактерицидную активність крові. Дворазово розведену сироватку крові, обсягом 0,2 мл змішували з однаковим обсягом суспензії культури що містить 104 мл клітин бактерій кишкової палички. Суміш витримували годину за нормальної температури 37° З повагою та 0,1 мл її высевали на щільну середу. Посіви витримували 16−18 год при 37° З, підраховували число колоній і визначали дозу сироватки, затримуючу зростання 50% бактерій. Антитіла визначали за реакцією аглютинації і пасивної гемагглютинации. Бактерицидна активність сироватки крові становила відповідно (один мл сироватки, задерживающей зростання 50%) бактерій у новонароджених телят 0,0036 і 0,0068.

Під час вивчення імунологічної неспецифічної реактивності організму новонароджених телят, [П. А. Емельяненко, 1979] визначав фагоцитарную активність нейтрофилов і моноцитів крові, і навіть вміст у її сироватці лизоцима, комплементу і пропердина. Він встановив, що з загиблих телят від гострих шлунково-кишкових хвороб достовірно знижувався відсоток фагоцитозу нейтрофилов, незначно знижувався рівень комплементу, пропердина і лизоцима.

При иммунобиологическом дослідженні крові й сироватки крові визначають [Д. Келмен, 1967; У. Я. Мозгис, 1982]: a) фагоцитоз лейкоцитів стосовно золотавому стафилококку 209р; b) бактерицидную активність (БАСК); з) активність бета-лизинов (БЛСК) сироватки крові методом фотонефелометрии. Сутність методу у тому, що мікроби (у разі, ізольований від телят штам кишкової палички — штам 83) протягом п’яти і 14 год відповідно піддаються впливу досліджуваної сироватки. Чим слабше бактерицидна і бетализиновая активність сироватки, є тим інтенсивнішим розмножуються мікроби і більше каламутній стає завись; d) лизоцимную активність сироватки крови.

При круглогодовом стійловому утриманні корів настає гноблення імунологічної реактивності, а народжені від нього телята мають знижений рівень гуморальних і клітинних чинників захисту організму (бактерицидна і лизоцимная активність сироватки крові, фагоцитоз, рівень імуноглобулінів, проти телятами, народжених від корів, котрі користувалися вигулами і пасовищами [З. І. Плященко, У. Т. Сидоров, А. Ф. Трофимов, 1990].

Усі новонароджені до прийому молозива мали досить вираженій фагоцитарної захисної реакцією. Показники гуморальних чинників захисту у старшому віці і було виражені значно слабше. До прийому молозива сироватка крові телят не мала лизоцимной активністю і містила гаммаглобулинов [М. А. Сидоров, У. М. Гущин, 1984].

На швидкість зростання телят позитивний вплив надає 5-денний період подсоса. То в таких телят були вище показники природною резистентності (лизоцимная активність, загальний білок, глобулины, фагоцитарное число і фагоцитарный індекс) проти телятами, яких містили з матерями лише 12 год [У. П. Павличенко, Про. У. Милованов, М. М. Берникова, 1985].

Реактивність і адаптація сільськогосподарських тварин дві взаємозалежні проблеми; їх треба на організменому та иммуноцитологическом рівнях комплексно із багатьма причинними чинниками які впливають на організм. Треба враховувати, що у кожному із зазначених процесів лежать конкретні механізми підтримки гомеостазу і адаптації, у що свідчить ще виявлені і потребують усебічне вивчення [А. М. Голіков, 1989].

1.4. Набуття та застосування лактоглобулинов.

У 1892 року P. Ehrlih вперше встановив, що несприйнятливість до різним токсинам передається через молоко.

Виходячи з розуміння, що молозиво і молоко иммунизированных корів мають вираженими превентивними властивостями, його використовували із профілактичною і лікувальною метою при відповідних захворюваннях [З. Briggs, 1951; З. І. Губкин, А. І. Коган, 1971; J.E. Butler, З. Maxwele, 1972; P. Blackmer, 1973; D. M. Barber, 1978; D. M. Barber, 1979; J. J. Geene, 1984 У. Б. Билоштан, 1985; З. У. Вальциферова, 1997].

З молока отримано імунні лактоглобулины проти сальмонел, бруцелл, вірусу ящуру і поліомієліту [P. Lepine, 1963]. Ці препарати виявилися придатними до застосування з лікувальної та профілактичної метою не лише телят, чи для мавп. Автор наводить дані, що підтверджують переваги застосування лактоглобулинов проти цільним імунними сироватками молозива і крови.

Болгарські дослідники [До. Геров, П. Чушков, Р. Георгієва, 1965] виготовили з молозива препарат, який назвали лактоплазмин. На думку авторів лактоплазмин містить лактоглобулины, імунні тіла, вітаміни, мікроелементи і, будучи біологічно цінним продуктом, то, можливо використаний самостійно, чи в комбінації з засобами при заразних і незаразних хворобах молодняку, у яких знижується загальна резистентність організму. Цей препарат ефективне засобом профілактики і лікування різних видів розладів травлення у телят.

У ветеринарно-бактериологическом інституті Бернського університету (директор професор H. Fey) та науково-дослідної лабораторії Бернською ветеринарної школи (завідуючий Graub) з імунного молозива виготовлений гамма-глобулиновый препарат (ДГП) чи гамалин по Граубу [H. Fey, 1972].

Даючи огляд роботам, проведених у цих закладах державної і аналізуючи літературу методами отримання й результатам вивчення властивостей ДГП, [K. Walser und H. Brumer, 1987] відзначають високу терапевтичну і профілактичну ефективність застосування цієї препарату при інфекційних захворюваннях сільськогосподарських тварин. Вони вважають, що результативним буде застосування препарату при колиинфекциях і энтеротоксемиях.

З молозива корів, иммунизированных внутривыменно проти паратифу А. Ф. Барабаш, 1966, виділив шляхом осадження сернокислым амонієм специфічний противопаратифозный лактоглобулин. Отриманий препарат застосовувався парентерально і показав виражені профілактичні і лікувальні властивості на лабораторних тварин і звинувачують телятах.

З молока корів, вакцинованих внутривыменно ящурным антигеном виготовили иммунолактон проти вірусу типу А, та був виготовили бивалентный иммунолактон проти вірусу типу Проте й Про [У. П. Онуфрієв, У. До. Журавльов, До. У. Чунаев, А. І. Дудників, Ю. Ф. Швеців, Б. П. Мартьянов, 1967]. Запровадження иммунолактона лабораторним тваринам, поросятам і телятам в дозі 0,5−1,5 мг на кг маси тіла охороняло тварин від захворювання ящуром. Автори вказують, що з однієї корови з середньої продуктивністю 10 л молока на добу впродовж місяця можна виготовити иммунолактон в кількості, яке охоронить від ящуру 300 телят чи 800 поросят.

Иммунизируя стельных корів спочатку підшкірно концентрованим адсорбованим столбнячным анатоксином, та був і внутривыменно нативным столбнячным анатоксином, отримали сироватку молозива з наявністю противостолбнячных антитоксинів 850−2000 АЕ/мл, з якої виділили лактоглобулин, у якого вираженими профілактичними і лікувальними властивостями в дослідах на білих мишах, пацюках, ягнятах, поросятах і лошатах [B. З. Барабаш, 1968].

З сироватки молозива корів, иммунизированных внутривыменно пуллорным антигеном, шляхом осадження сернокислым амонієм отримано специфічний лактоглобулин, у якого профілактичні властивості в дослідах на білих мишах і курчатах 10−30-дневного віку [М. Р. Кондратюк, 1970].

З сироваток молозива корів, гипериммунизированных паратифозной вакциною і бруцеллезным антигеном для РА, шляхом высаливания сернокислым амонієм при 20% насиченні, виділено специфічний паратифозный і бруцеллезный лактоглобулин, з яких виготовили люминисцируюшие лактоглобулины для діагностики паратифу телят і экспресс-индикации бруцелл [У. А. Атамась, 1968; У. А. Атамась, 1969].

З сироватки молозива корів, иммунизированных внутривыменно проти диплококковой септицемії, отримано специфічний лактоглобулин і випробуваний з профілактичної і лікувальною метою в дослідах на телятах. Противодиплококковый лактоглобулин мав досить вираженими профілактичними і лікувальними властивостями [У. У. Травень, 1970].

У ФРН широко застосовують гамма-глобулиновые препарати для профілактики та лікування колибактериоза й налагоджено промислового виробництва гамаглобулиновых препаратів з сироватки забійних тварин, сироватки иммунизированных тварин і звинувачують молозива [R. Kruedener, 1970].

З молока корів, гипериммунизированных внутривыменно модифікованим штамом БУК вірусу хвороби Ауески отримано иммунолактон проти хвороби Ауески [Д. Ф. Осидзе, У. До. Муравйов, У. Т. Ночевный, У. П. Онуфрієв, У. М. Кравченка, 1972]. Автори виходячи з проведених досліджень, встановили принципову можливість диателической імунізації корів штамом БУК вірусу хвороби Ауески для одержання специфічної лактосыворотки і иммунолактона. Препарат в дозі 0,5−2,0 г/кг маси тіла тваринного мав вираженим профілактичним дією. Пасивний імунітет у тварин зберігався 21 день. Лікувальний ефект мали тільки після застосування иммунолактона у перших дві доби після інфікування животных.

Шляхом осадження сернокислым амонієм молозивной сироватки, було отримано специфічний лактоглобулин який мав профілактичними і лікувальними властивостями у ході експериментального і спонтанному зараження телят колибактериозом [М. З. Жосан, 1974; М. З. Жосан, 1976].

Для отримання лактоглобулина [Є. У. Гублер, А. А. Генкин, 1978] використовували молозиво першого і другого надоїв після отелення корів. Молозиво підігрівали до температури 38−40° З, потім щодо нього додавали свіжоприготовлений розчин пепсину з розрахунку 100 мл на 900 мл молозива. Після відділення молозивной сироватки її фільтрували через 4−5 верств марлі, потім через паперовий фільтр і консервували 5%-ным розчином фенолу в 0,5%-ном ставлення до її обсягу. Додавали його за постійному помішуванні з розрахунку 11,1 мл на 100 мл препарату. Выпаивали лактоглобулин телятам в підігрітому вигляді (38° З) в дозі 100−120 мл, вперше за 30 хв до годівлі молозивом, другий наприкінці першої діб. Хворим тваринам після голодної дієти (8−9 год) його давали вранці до годівлі раз на добу 2−3 дні, у той самий дозе.

З сироватки крові отелившихся корів, які перебували у пологовому відділенні щонайменше 10 днів У. П. Павлов, Т. М. Грязнева, Є. У. Чічікова, 1988, виготовили гаммаглобулин. Кров брали у клінічно здорових тварин (до 2 л від кожної). З сироватки крові готували гаммаглобулин, використовуючи 3%-ный розчин этакридина лактату. Новонародженим телятам через кожні 3 дня инъецировали специфічний гаммаглобулин внутримышечно в дозі 1 мл/кг маси тіла, декстрофан і тривит в дозах відповідно 5 мл і 2 мл внутримышечно, соціальній та протягом три доби 2 десь у день внутримышечно вводили гентамицин в дозі 1,5 мг/кг маси, що дозволило профилактировать шлунково-кишкові хвороби у 100% животных.

Для корекції імунодефіциту неонатальних телят використовували колостральную сироватку і лактоглобулин. [М. З. Жосан, 1992]. Препарати вводили внутримышечно чи підшкірно, в дозі по 0,5 мл на кг живої маси двічі з інтервалом 24 год. Дані препарати підвищували природну резистентність організму, містили неспецифічні антитіла проти энтеропатогенов що циркулюють, у кожному конкретному господарстві за умови виготовлення колостральной сироватки і лактоглобулина, з молозива, одержану корів даного хозяйства.

Застосування молозива та її похідних (молозивний иммуногормональный препарат, молозивная сироватка, гидролизат казеїну) знижує захворюваність телят діареєю на 50−60%, у своїй хвороба відбувається у форми зі 100% одужанням. Парентеральное цих препаратів новонародженим телятам сприяє підвищення рівня білка в сироватці крові в 1,5 разу, імуноглобулінів вдвічі, рівень лейкоцивот У цих тварин не перевищував 8000, бактеріальна забрудненість фекалій був у 2−3 рази менше, ніж в телят, яким молозиво надавали тільки всередину. Максимальний лечебнопрофілактичний ефект молозивная терапія дає у цьому господарстві, де молозиво отримали [У. У. Бурсуков, 1993; З. У. Вальциферова, 1997].

З літературних даних, треба сказати, що иммунное молозиво, молоко й оприлюднювати отримані їх препарати мають вираженими профілактичними лікувальними свойствами.

Порівняльна дешевизна сировини, використовуваного щоб одержати препаратів з молозива (практично він використовують у господарствах) [М. Х. Шайхаманов, У. П. Грамолин, Б. М. Авакаянц, 1993], простота виготовлення, висока ефективність послужить основою отримання зазначених препаратів в виробничих условиях.

заключение

.

Аналізуючи дані літератури, що стосуються стану природною резистентності і імунологічної реактивності у новонароджених телят при колибактериозе, необхідно виокремити такі основні моменты:

. колибактериоз посідає серед захворювань новонароджених тварин одне з чільних місць і завдає значної економічної ущерб;

. високий рівень резистентності забезпечує широкий діапазон реакцій у відповідь організму на вплив різних чинників довкілля зокрема і мікроорганізмів, дозволяють йому адаптуватися лише на рівні фізіологічної реактивности;

. тварини з низькому рівні неспецифічної резистентності неспроможні адаптуватися до нових умов довкілля, що часто викликає виснаження резервної защитно-приспособительной реактивності як наслідок цього, призводить до загибелі животных;

. сутність захисних чинників проти колибактериоза телят асоціюється з лактоглобулиновой фракцією і низькому рівні К-антителагглютининов в сироватці молозива корів й у сироватці крові новонароджених телят;

. фагоцитирующие лейкоцити, лизоцим, комплемент, пропердин і імуноглобуліни мають функцією антитіл, противомикробное які разом виражається бактерицидною активністю сироватки крови;

. рівень імуноглобулінів одна із важливих показників резистентності організму новонародженого. У цьому слід визначати й враховувати імунний статус є до першої выпойки молозива і саме його скармливания;

. абсорбція колостральных імуноглобулінів перебуває у прямої залежності від ряду факторів найважливішими серед яких є: здатність новонароджених телят засвоювати їх із молозива, умови довкілля, якість молозива і своєчасна выпойка першого молозива в адекватному количестве;

. лактоглобулин що з ретинолом відзначаються високою иммунокоригувальним ефектом і широтою профілактичного действия;

. аміназин що з Т-активином мають иммуно-корректирующим дією і антисекреторной активністю інгібуючої трансформацію аденозинтрифосфата (АТФ) в циклічний 3,5- аденозинмонофосфат (АМФ).

ПОДІЛ 2.

РЕЗУЛЬТАТИ ВЛАСНИХ ИССЛЕДОВАНИЙ.

2.1. Матеріали й методи исследований.

2.1.1.Общая методика. Експериментальна частину роботи виконувалася на фермі великої рогатої худоби учебно-опытного господарства «Кетросу», району Анений Ной, ОПХ «Колоница» району Криулень й у лабораторії мікробіології кафедри эпизоотологии Державного aграрного університету Молдови з 1973 по 1998 год.

Досліди проводилися на корів черно-пестрой породи 5−8 лактації і народжених від нього телят, для вивчення стану неспецифічної і специфічної імунологічної реактивності новонароджених телят при колибактериозе, і навіть виявлення ролі кислотно-основного балансу протягом інфекційного процесу, корекції иммунодефицитного стану новонароджених телят. Для лікування застосовували антисекреторні препарати, ингибирующие циклічний аденозинмонофосфат.

Проби молозива відбирались у першого дня (з першого, другого і третього доїння), другого, п’ятого дня після отелення, але в десятий, двадцятий що і за місяць досліджувалося молоко.

У сироватці крові, молозиві і молоці вивчалися: динаміка накопичення агглютининов, иммуноглобулиновый рівень, в т. год. в динамике.

Сироватку крові отримували шляхом відстоювання, та якщо з молозива — методом пепсинизации. З сироваток молозива першого і другого дні після отелення виділяли колостральную сироватку і лактоглобулин. У народжених телят від досвідчених і контрольних груп корів в сироватці крові вивчали: динаміку накопичення Проі Коантител-агглютининов, рівень імуноглобулінів в залежність від клінічного статусу, показники фагоцитозу, пропердина, компліментарною і бактерицидною активності (до поения молозивом, на 2, 5, 10, 20 і 30 день жизни).

Бактерицидні властивості колостральной сироватки і сироватки крові новонароджених телят вивчали нефелометрическим методом. Профілактичні і лікувальні властивості молозивных сироваток і лактоглобулина вивчалися на лабораторних тварин і звинувачують телятах.

Корекцію імунодефіциту неонатальних телят, проводили із застосуванням лактоглобулина і вітаміну А.

Як анти-секреторных чинників, що пригнічують циклічний аденозинмонофосфат (сАМР) застосовували хлорпромазин і Т-активин.

Досліди проводилися на 562 телятах, 468 корів, 247 білих мишах і 30 кроликах.

Отриманий цифровий матеріал піддавався біометричної обробці по різним биометрическим методикам: [Дж. У. Снедекор, 1961; І. П. Ашмарин, А. А. Воробйов, 1962; У. Ю. Урбах, 1964; Є. У. Гублер, А. А. Генкин А. А., 1969].

2.1.2. Приготування колибактериозного антигену. Для приготування антигену використовували три серотипа колибактерий: О78: К80, О119: К69 і О137: К79.

Використані серотипы Є. coli по морфологічним і біохімічним властивостями були типовими, відповідають потрібним иммуногенным, антигенным зв вирулентным свойствам.

Є. coli О78: К80, О119: К69 і О137: К79 роздільно высевали в пробірки з мясопептонным бульйоном на 12 год і перевіряли на чистоту (мікроскопія мазків, забарвлених по Граму). Після цього бульонную культуру высевали на стерильний мясопептонный агар в матрацах. Посіви вирощували в термостаті в протягом 18 год за нормальної температури 37° З, перевіряли на чистоту і змивали стерильним изотоническим розчином хлориду натрію. Для виділення О-антигена бактеріальну суспензію автоклавировали при 120 °C протягом 2 год дня руйнації К-антигена. Густу відмиту суспензію Є. coli що містить 10 млрд. мікробних тіл один мл по оптичного стандарту, змішували з ацетоном в відношенні 1:5 до появи коагуляції (згортання). Щільну частина матеріалу відбирали на воронку Бюхнера, промитої одного разу ацетоном і далі висушеною ефіром. Препарат висушували надворі і зберігали при 4 °C.

Сухий порошок застосовували на приготування суспензії антигену, додаючи 1 мг висушених ацетоном бактерій на 1 мл барбиталового буфера.

Для виділення К-антигена бактеріальну суспензію отримували шляхом змиву з агаровых культур изотоническим розчином хлориду натрію, що містить 0,5% формальдегіду. Бактерії були экстрагированы при додаванні ацетону одразу після їх змиву з агаровой культури та промиті. [E. Neter, E. A. Gorzynski, R. M. Gino, O. Westphal and O. Luderwitz. 1956; E. Neter, 1957].

Отримані Проі К-антигены перевіряли на стерильність і нешкідливість. Стерильність встановлювали шляхом висіву на МПБ, МППБ і МПА. Посіви витримували 10 днів, у термостаті (+37°С). Нешкідливість антигенів була перевірено на лабораторних тварин. І тому кожен із антигенів вводили 10 білим мишам під шкіру у сфері спини по 0,5 мл і п’яти морським свинкам в області внутрішньої поверхні задньої кінцівки по 1,0 мл. Клінічні контролю над досвідченими тваринами вели протягом 15 дней.

Відсутність зростання посівах на МПБ, МППБ і МПА і відтак загибелі щеплених тварин зателефонували вважати антигени стерильними і нешкідливими. Зберігалися антигени за нормальної температури +4 +5°С в холодильнике.

2.1.3. Вивчення агглютиногенных властивостей серотипів О78: К80, О119: К69 і О137: К79 Є. coli. Для визначення агглютиногенности досліджуваних серотипів використовували 30 кроликів, по 5 за кожен серотип (визначення Проі Коантигенів). Антигени вводили кроликам в крайову вену вуха в наростаючих дозах (від 0,5 до 2,0 мл) з інтервалом на дні, четырехкратно.

Для визначення О-антигена змішували одну краплю антигену з одного краплею відповідної О-сыворотки на дзеркальному склі, розміщали над водяний лазнею при 60 °C. Результати враховували через 10 хв після смешивания.

Позитивну реакцію підтверджували пробирочной агглютинацией, застосовуючи формалинизировавную шестичасовую культуру в МПБ. Основне розведення сироватки 1:10.

Для визначення К-антигена культуру спочатку тестували пластинчастим реакцією аглютинації на матеріальному склі. Одну краплю живої суспензії культури змішували з одного краплею різних антисывороток. Результати враховували протягом 30с після змішування. Позитивну реакцію підтверджували пробирочной агглютинацией до титру тест сироватки, застосовуючи як антиген живу пятичасовую культуру в МПБ. Пробірки инкубировали при 37 °C дві години, у майбутньому агглютинационные пробірки центрифугировали при 2000 об./хв в протягом трьох хвилин. Однаковий писк аглютинації враховували як позитивну реакцію. [E. Neter, E. A. Gorzynski, R. M. Gino, O. Westphal and O. Luderwitz. 1956; E. Neter, 1957].

2.1.4. Одержання сироватки крові, молозива і молока. Кров від тварин (корів, телят) брали з яремної вени в стерильні пробірки і поміщали в термостат (+37°С) на 3 год, після чого витримували 12−16 год при кімнатної температурі до відділення сироватки. Потім сироватку відсмоктували в стерильні пробірки і поміщали в холодильник (+4 +5°С).

Молозиво від корів брали з першого, другому й третьому доении після отелення, та був другого, п’ятий, десятий, двадцятий дні і крізь месяц.

Сироватку з молозива і молока отримували шляхом додавання пепсину. На кожні 1000 мл молозива чи молока додавали 100 мл 0,5% розчину пепсину і після ретельного перемішування суміш поміщали в водяну лазню при температурі 38° З чотирма години. Виниклий згусток, відокремлювали від сироватки фільтрацією через три шару марлі. Отриману сироватку пропускам через вирву Бюхнера з подвійним шаром бідою фільтрувальної папери, та був через бактеріальний фільтр Зейтца.

2.1.5. Реакція атглютинации з молозивной і молочної сироватками. У центрифужные пробірки наливали 5−6 крапель 5% розчину пепсину, приготовленого на изотоническом розчині хлориду натрію і десяти мл досліджуваного молозива чи молока, старанно перемішували й у згортання наводили за термостат за нормальної температури 38 °C на 30 хв. Зсіле молозиво відокремлювали від стінок пробірки скляній паличкою і центрифугировали при 3000 об./хв за тридцяти мин.

З отриманої сироваткою ставили реакцію аглютинації обсягом 1 мл в розведеннях з фізіологічним розчином від 1:10 до граничного титру сироватки. Контролі обычные.

Антиген додавали по 0,05 мл у кожну пробірку, проби розворушували і завадили в термостат за нормальної температури 37 °C на виборах 4 год, після чого виробляли попередній облік реакції, а остаточний облік реакції визначали через 24 год. Молозиво досліджували щодня його получения.

2.1.6. Визначення титру агглютининов. Для вивчення динаміки накопичення агглютининов в сыворотках крові й молозива використовували реакцію аглютинації, яку наводили за обсязі 1 мл (класичним методом) в пробірках з рівним округлим дном з убитих і живими Проі К-антигенами (серотипы О78: К80; О119: К69; О137: К79 Є. coli).

Для визначення агглютинационных титрів, в дослідженнях застосовували дворазове розведення сироваток. Розведення сироваток крові й молозива виробляли в агглютинационных пробірках починаючи з розведення 1:10.

Після додавання антигену (по 0,05 мл) вміст пробірок розворушували, потім поміщали в термостат на виборах 4 год за нормальної температури 37 °C. Після цього виробляли попередній облік результатів реакції. Надалі пробірки витримували 24 год при кімнатної певній температурі й визначали остаточний результат.

Для обліку результатів реакції аглютинації користувалися чотирьох крестовой системою позначення. За агглютинационный титр приймали то найбільше розведення сироваток, у якому ще спостерігалася видима аглютинація, що оцінюється у чотири креста.

2.1.7. Визначення активності лизоцима в сироватці крові. Сироватку крові, відокремлювали загальноприйнятим методом. Попередньо готували 1/15М фосфатне буфер (рН 6,2), навіщо використовували два вихідних розчину: 4,539 р x. год. КН2РО4 розчинений на 500 гривень мл дистильованої води та 2,375 р x. год. Nа2НРО4Ч12Н2O, розчинений в 200 мл дистильованої води. При змішуванні цих розчинів у певному співвідношенні, отримували рН буфера 6,2.

Для приготування 1% агару «Дифко» на 1/15М фосфатном буфері брали 1 р сухого агару, поміщали в колбу на 200 мл і заливали 99 мл 1/15М фосфатного буфера. Колбу закривали ватно-марлевой корком, поміщали в киплячу лазню й витримували 25−30 мин.

Розплавлений агар прохолоджували до 60−70°С і вносили до нього ацетоновый порошок Micrococcus lysodeikticus з розрахунку 10−20 мг на 100 мл обсягу. Необхідна кількість порошку перед внесенням в агар суспендировали в 3−5 мл 1/15М фосфатного буфера. Отриману суміш перемішували до отримання однорідної взвеси.

Отриману суміш розливали в чашки Петрі з такою розрахунком, щоб підучити товщину шару 4 мм.

Після застигання агару у ньому з допомогою тонкостенной трубочки вирізали лунки діаметром 5 мм з відривом 2−3 див від країв чашки і один від друга. Для подсыхания лунок чашки поміщали в термостат відкритими на 60 хв. Досліджувані проби сироватки крові розводили відповідно 1/15М фосфатным буфером 1:10, 1:2 і 1:5. Кожну пробу після розведення заливали на окрему лунку обсягом 0,05 мл.

Паралельно зі досліджуваним матеріалом 1/15М фосфатным буфером розводили стандартний кристалічний лизоцим те щоб одержати його підтримку розчини з концентрацією 0,5 мкг/мл, 1; 3; 5; 10; 20; 40; 60; 80 і 100 мкг/мл. По 0,05 кожного розведення стандартного лизоцима розливали щодо окремих лункам.

Чашки Петрі з досліджуваним матеріалом, та стандартним лизоцимом витримували 48 год у вологому камері при кімнатної температурі (22−24°С).

Після експозиції з допомогою лінійки вимірювали діаметр зон лізису Micrococcus lysodeikticus навколо лунок з досліджуваним матеріалом, та стандартним лизоцимом.

Спочатку на полулогарифмической папері будували калибровочную криву, використовуючи результати, отримані виміру атмосферного явища зон лізису навколо лунок з розчином стандартного лизоцима у різних концентраціях. Для цього значення, що відбивають діаметри зон лізису субстрату в міліметрах, відкладали по осі абсцис, а показники концентрації стандартного лизоцима в мкг/мл, викликають лизис по осі ординат. Крапки перетину перші місця і других значень з'єднували між собою, у своїй виходила пряма линия.

Розрахунок результатів проводили так. Діаметр зони лізису Micrococcus lysodeikticus навколо лунки з сироваткою крові становив 9,5 мм. На калибровочном графіці цьому значенням відповідала концентрація 2,5 мкг/мл стандартного лизоцима. Сироватку крові перед дослідженням розводили 1:10 1/15М фосфатным буфером. Отже, концентрація лизоцима в досліджуваної пробі сироватки крові дорівнювала 2,5Ч10=25 мкг/мл. Оскільки, литическая активність стандартного лизоцима змінюється внаслідок виготовлення й зберігання, отримане абсолютне значення висловлювали в одиницях відносної активності. Активність стандартного лизоцима становила 20 600 ед/мг чи 20,6 ед/мк, активність лизоцима досліджуваної проби сироватки молозива дорівнювала 20,6Ч25 =515,0 ед/мл.

2.1.8. Визначення змісту комплементу в сироватці крови.

Досліджували сироватку крові, отриману з яремної вени тварин. Попередньо готували веронал-мединаловый буфер: 0,575 р вероналу розчиняли в 50 мл дистильованої води, підігрітої до 60° З, прохолоджували і додавали 8,5 р хлориду натрію, 0,375 р мединала, 0,5 мл розчину що містить 1 М MgCl2 і 0,3 М CaCl2 (100 мл Н2О + 19 р MgCl2Ч6Н2О р + 6 р CaCl2). Обсяг доводили до 200 мл дистильованої водою. Буфер зберігали в холодильнику. Перед вживанням буфер розводили дистильованої водою (1:4). Фізіологічний розчин: 8,5 р хлориду натрію розчиняли один л дистильованої води та фильтровали.

Еритроцити барана. Кров у барана брали з яремної вени в колбу з намист і розворушували протягом 10−15 хв задля унеможливлення згортання. Дефибринированную кров фільтрували через подвійний шар марлі. Еритроцити барана відмивали 3 разу центрифугированием по 10 хв при 3000 об./хв. З відмитих еритроцитів готували 5% завись на фізіологічному розчині і стандартизовали на ФЕК. Для цього він еритроцити лизировали: до 1 мл відмитих еритроцитів додавали 9 мл дистильованої води. Лизированные еритроцити фотоколориметрировали при зеленому светофильтре проти води. Оптична щільність лизата — 1,08 при довжині 541 мкм в кюветі 10 мм.

Для визначення титру гемолизина, готували спочатку основне розведення гемолітичної сироватки 1:100 (0,1 мл сироватки + 9,9 мл буфера), потім із цього розведення повчали розведення від 1:1000 до 1:4000. | |1:1000 |1:1200 |1:1500 |1:2000 |1:2500 |1:3000 |1:3500 |1:4000 | |Буфер, мл |0,9 |1,1 |1. 4 |1,9 |2,4 |2,9 |3,4 |3,9 | |Гемолизин |0,1 |0,1 |0,1 |0,1 |0,1 |0,1 |0,1 |0,1 |.

Гемолитическую систему готували так. До стандартизованной 5% суспензії еритроцитів барана повільно, при постійному помішуванні, додавали рівний обсяг гемолизина в потрійному титре. Тож якщо повний гемоліз зафіксований у пробірці з розведенням гемолітичної сироватки 1:1200, то тут для приготування гемолітичної системи брали розведення 1:400 (0,1 мл цільною гемолітичної сироватки і 39,9 мл буфера). Пробірки з гемолітичної системою розворушували і инкубировали при 37° З протягом 1ч для сенсибілізацію еритроцитів барана.

Досліджувану сироватку, розводили 1:10, розливали удесятеро пробірок і доводили буферным розчином (фізіологічним) до 1,0 мл. Після цього, у кожну пробірку додавали 1 мл гемолітичної системи, тобто сенсибилизированных еритроцитів барана, 2-га пробірка — контрольна. |Досліджувана сыворотка|0,05|0,1 |0,15|0,2 |0,25|0,3 |0,35|0,4 |0,45|0,5 | |(1:10), мл | | | | | | | | | | | |Буферний розчин |0,95|0,9 |0,85|0,8 |0,75|0,7 |0,65|0,6 |0,55|0,5 | |Сенсибилизированные |1,0 |1,0 |1,0 |1,0 |1,0 |1,0 |1,0 |1,0 |1,0 |1,0 | |еритроцити барана | | | | | | | | | | |.

Пробірки инкубировали при 37° З протягом 45 хв, прохолоджували в холодильнику 10 хв, центрифугировали при 1500 об./хв і колориметрировали на ФЕК в кюветах (10мм) з зеленим світлофільтром проти води та визначали відсоток гемолиза.

Для визначення активності компліменту в гемолитических одиницях готували шкалу і криву гемолізу. Для приготування шкали гемолізу до 1 мл стандартної 5% суспензії еритроцитів барана додавали 3 мл дистильованої води у результаті відбувався гіпотонічний лизис еритроцитів (100% гемоліз). Пробірку центрифугировали (при 1500 об./хв 10 хв) і готували шкалу гемолізу: |100% гемоліз эритроцитов|0,1 |0,2 |0,3 |0,4 |0,5 |0,6 |0,7 |0,8 |0,9 |1,0 | |на дистильованої воді | | | | | | | | | | | |Буферний розчин, мл |0,9 |0,8 |0,7 |0,6 |0,5 |0,4 |0,3 |0,2 |0,1 |0 | |Гемоліз, % |10 |20 |30 |40 |50 |60 |70 |80 |90 |100 |.

Отримані розведення і вихідний розчин колориметрировали на ФЕК в кюветах (1 мм) й будували графік залежності коефіцієнтів экстинции від відсотка гемолізу. На осі абсцис відкладали відсоток гемолізу, на осі ординат — показники экстинции, відповідні даному відсотку гемолиза.

Розрахунок 50% гемолитических одиниць комплементу один мл проводили наступним чином. Після титрування досліджуваної сироватки, інкубації її за 37° З в протягом 45 хв, витримки протягом десяти хв не в холодильнику при 4° З повагою та центрифугування пробірку з шкали гемолізу з одного 50% одиницею комплементу (№ 5) порівнювали з пробірками з низки титрування сироватки. Якщо вміст пробірки № 5 відповідало за кольором пробірці № 6, з низки титрування комплементу досліджуваної сироваткою, тобто дозі комплементу 0,3 мл, то розрахунок вели наступним образом.

0,3 мл сироватки (розведення 1:10) відповідає однієї 50% гемолітичної одиниці комплементу, а 1 мл досліджуваної сироватки содержится:

0,3 мл (1:10) — 1.

1,0 мл — Х.

Х =[pic] = 3,33 ел/мл.

2.1.9. Визначення змісту пропердина в сироватці крові. Для визначення титру пропердина досліджувану сироватку розводили мединалвероналовым буфером (рН 7,2−7,4), починаючи з 1:10 до 1:320. У центрифужные пробірки вносили по 0,2 мл кожного розведення сироватки, до 0,2 мл суспензії інуліну (відповідає 3 мг сухого речовини) і з 0,2 мл комплементу у робочому титре. У контрольний ряд пробірок замість інуліну додавали по 0,2 мл буфера. Усі проби (побачити дослідні та контрольні) поміщали на 1 год в термостат при 37° З, після чого центрифугировали, переносили супернатант в окремі пробірки по 0,3 мл і додавали по 0,2 мл стандартної гемолітичної системи. Реакцію враховували після 20-минутной експозиції при 37° З. За титр пропердина приймали то найбільше розведення сироватки, у якому спостерігається повна затримка гемолізу, у якому розведенні в контрольному ряду відрізняється повний гемоліз. Дані розраховували за такою формулою: |Розведення, у якому відзначений|— |Розведення, у якому відзначено |Ч10 | |повний гемоліз у контролі | |повна затримка гемолізу в досвіді| | |Розведення, у якому відзначений повний гемоліз у контролі |.

Отримані результати висловлювали в ед/мл. За повної затримки гемолізу в розведенні 1:35 в досвіді, а контролі — повний гемоліз в розведенні 1:50, зміст пропердина один мл испытуемой сироватки составляет:

[pic]Ч10 = 3 ед/мл.

Тестовані показники: комплементарную, лизоцимную, пропердиновую активність, і навіть зміст імуноглобулінів в сироватці крові, молоці і молозиві великої рогатої худоби визначали методами У. Р. Дорофейчук, 1968; X. Я. Грант, Л. І. Яворський, І. А. Блумберг, 1973; І. М. Архангельський, 1976; У. М. Андрєєв, Р. І. Подопригора, 1977; Є. З. Фортинская, А. М. Наумова, Є. А. Маркова, 1977; Про. М. Гризлова, П. А. Емельяненко, У. М. Денисенко, 1978; Еге. Бем, 1979; П. А. Емельяненко, Про. І. Гризлова, Р. М. Печникова і М. М. Тулупова, 1980; Еге. З. Коган, 1981; Р. У. Павлов, Р. М. Печникова, СмолянскаяПро. Про. Суворова, 1988; У. У. Биктимиров, 1993.

При визначенні лизоцима, враховуючи сповільнену активність ферменту великої рогатої худоби, наводили ретельну підготовку матеріалів до дослідженню, щоб уникнути помилок, пов’язані з дією на тест-микробы інших литических чинників досліджуваної пробы.

При тестуванні комплементарної активності сироватки крові старанно здійснювали добір індикаторної системи чутливої до комплементу великої рогатої скота.

Для визначення пропердина використовували модифікований метод запропонований П. А. Емельяненко та інших., 1980.

2.1.10. Вивчення бактерицидною активності сироваток крові. Для визначення бактериостатической і бактерицидною активності сироваток крові Про. У. Смирнова, Т. А. Кузьміна (1966) запропонували фотонефелометрический метод.

У нашій роботі ми враховували зміни оптичної щільності живильним середовища з мікробами і живильне середовище з испытуемой сироваткою крові й мікробами відразу після з'єднання заліза і через 3-, 5-, 7-, 9-, 12- і 24-годинний инкубации.

Для нефелометрического методу чисту культуру Є. coli высевали на МПА і вирощували в термостаті за нормальної температури 37° З протягом 24-х год. Потім змивали стерильним изотоническим розчином хлористого натрію і стандартизовали до вмісту у 1 мл 2 млрд. мікробних тіл. З цієї суспензії виробляли посів на МПБ в пробірки і президента цілодобово вирощували в термостаті при вищевказаної температуре.

Для визначення бактерицидною активності сироваток крові ми використовували сприятливе середовище (збагачений пептоном бульйон Хоттингера), що містить 200 мг% амминного азота.

У стерильні кюветы з робочої довжиною 10 мм стерильною піпеткою розливали по 4,5 мл бульйону Хоттингера, потім додавали по 0,5 мл испытуемой сироватки крові й добову бульонную культуру Є. coli за однією бактеріологічної зашморгу (діаметр петлі 4 мм).

Контрольні кюветы заповнювали тими самими компонентами, як і досвідчені з тим лише різницею, що однієї кювет замість сироватки додали 0,5 мл стерильного ізотонічного розчину хлориду натрію. Вміст всіх кювет старанно перемішували стерильною скляній паличкою, після чого все кюветы закривали ватно-марлевыми пробками. Оптичну щільність середовища визначали на фотоэлектроколориметре ФЭК-М, використовуючи зелений світлофільтр. Після цього кюветы наводили за термостат за нормальної температури 37° З. Повторно визначали оптичну щільність вмісту кювет через 3, 5, 7, 9, 12 і 24 год. Установку «0» на ФЭК-е виробляли з допомогою кюветы, заповненою дистильованої водою. Оцінку бактерицидною активності сироватки крові проводили по формуле:

А=100- [pic]Ч100,.

Де: А — бактерицидна активність (в %);

Д — оптична плотность;

Т — час експозиції кювет в термостаті (в часах).

Потім вираховували середню «напруженість бактерицидною активності» (НБА) по формуле:

Середня НБА = [pic],.

Де: НБА — середня напруженість бактерицидною активності молозивной сыворотки;

А1, А2, А3… Аn — бактерицидна активність сироватки молозива через 3, 5, 7, 9, 12 і 24ч (в %);

Т1, Т2, Т3… Тn — тривалість термостатирования (в часах).

2.1.11. Постановка опсонофагоцитарной реакції. При постановці опсонофагоцитарной реакції керувалися методикою, описаної У. Я. Мозгис (1982). Для приготування антигену культуру Є. coli витримували в термостаті за нормальної температури 37° З протягом 18−24 год в МПБ, та був на МПА в протягом 24 год. Перевіряли на чистоту і змивали стерильним изотоническим розчином хлориду натрію. По оптичного стандарту доводили концентрацію до 2-х млрд. мікробних тіл один мл. Приготовлену завись нагрівали в водяний лазні при 70° З за тридцяти мин.

Для опсонофагоцитарной реакції застосовували лише добову агаровую культуру Є. coli.

Дослідження проводили у наступному послідовності. У пронумеровані стерильні пробірки наливали до 0,5 мл 2% прокипяченного і охолодженого розчину лимоннокислого натрію, 1 мл крові від досліджуваних телят і старанно змішували, сюди ж вносили по 0,5 мл антигену. Після обережного перемішування пробірки поміщали в термостат при 38° З на 3 хв, попередньо повантаживши їх у 2−3 хв в водяну лазню з температурою 38° З. Потім пробірки з термостата вилучали, готували мазки, сушили надворі, нумерували, фіксували в метиловом спирті протягом п’яти мін та фарбували по Романовскому-Гимза.

Для приготування робочого розчину фарби, дистильовану воду робили їх посередніми фосфатними буферами: 1. Двухосновной фосфат натрію (Na2HPO4Ч12H2O) — 17,814 р на 1 л (рН 8,302). 2. Одноосновной фосфат калію (KH2PO4) — 13,638 р на 1 л (рН 4,529). Якщо до літру дистильованої води прибааляли по 5 см³ те й інше розчину, то рН такий води дорівнював 6,813.

Фарбу готували ex tempore з розрахунку 1,5 краплі фарби на 1 мл усередненій води з рН 6,813. Мазки фарбували протягом 45 хв, промивали водогінної водою і висушували надворі. Забарвлені мазки досліджували під иммерсионной системою мікроскопа і окуляра 7Ч.

Підрахунок фагоцитированных мікробів виробляли в 100 нейтрофилах. На основі підрахунку визначали фагоцитарную інтенсивність (середня кількість спожитих мікробів одним нейтрофилом) і фагоцитарную активність (відсоток фагоцитирующих нейтрофилов). З кров’ю піддослідних тварин поставили 450 реакций.

2.1.12. Визначення змісту імуноглобулінів в сироватці крові, молозиві і молоці великої рогатої худоби. Попередньо готували фосфатне буфер 0,03 М, рН 3,0. Для цього він 10,74 р натрію фосфорнокислого двох замещенного (Na2HPO4Ч12H2O) і 5,84 р хлориду натрію поміщали в мірну колбу, розчиняли в дистильованої води та доводили обсяг до 1 л. Подібною готували розчин з 4,08 р однозамещенного фосфорнокислого калію (KH2PO4) і 5,84 р хлориду натрия.

Розчини під медичним наглядом потенциометра змішували у відсотковому співвідношенні які забезпечують рН буфера 8,0.

Проби сироваток крові отримували шляхом витримки взятій крові з яремної вени тварин 20−30 хв при 37° З в термостаті. Після відділення що утворився згустку від стінок пробірок скляній паличкою, кров поміщали на 16−20 год в холодильник. Наступного дня сироватку відсмоктували в стерильну центрифужную пробірку, центрифугировали 15−20 хв при 3000 об/мин.

Проби молозива і молока після взяття витримували 16−20 год при 4° З повагою та центрифугировали протягом 1 год при 6000 об./хв. Потім знімали верхній шар жиру, відсмоктували надосадочную рідина, якою і використовували для определения.

Платівки з 3%-ного агару «Дифко», змішаного з антисывороткой готували так: 360 мг агару поміщали в колбу, заливали 12 мл буфера і додавали 0,25 мл 1%-ного розчину мертиолата. Колбу поміщали в лазню з «холодною водою, що потім нагрівали до кипіння і витримували суміш до розплавлювання агара.

Після розплавлювання гель прохолоджували до 56° З повагою та щодо нього доливали рівний обсяг антисыворотки у робочому розведенні і знову нагрівали до температури 56° З. Суміш старанно перемішували і виливали на скло, вміщене на столику з рівнем, у суворо горизонтальному положении.

Після застигання гелю у ньому робили лунки діаметром 2 мм з відривом 15 мм друг від друга.

При визначенні вмісту імуноглобуліну G проби сироватки крові розводили буфером рН 8,0 на 20 30 раз. Проби молозива першого дня лактації в 100, 50 і 20 раз, проби молозива наступних днів лактації — в 50, 20 і 10 раз, використовували не розлучені і розлучені удесятеро проби молока.

При визначенні вмісту імуноглобуліну М проби сироватки крові й молозива розводили удесятеро і п’яти раз, проби молока використовували не розлученими і розлученими в розмірі 5 раз.

При визначенні вмісту імуноглобуліну, А проби сироватки крові використовували не розлученими, проби молозива і молока — не розлученими і розлученими в розмірі 5 і 2 раза.

Проби сироватки крові одержували від новонароджених телят до прийому молозива завжди використовували не разведенными.

Підготовлені проби крові, молозива, і молока вносили в лунки гелю з антисывороткой з допомогою пастеровської піпетки. У цьому лунку заповнювали повністю, не переливаючи проби до її пределы.

Паралельно зі досвідченими пробами кожному склі ставили контроль — розливали в лунки стандартний препарат певного імуноглобуліну. При цьому її розводили буферным розчином з такою розрахунком, щоб у 1 мл розчину препарату утримувалося 5,0; 2,0; 1,0; 0,5; 0,2 і 0,1 мл білка. Отже, кожному склі виходило 6 лунок з контрольної пробою препарата.

Після заповнення лунок, скла завадили в эксикатор з і витримували при кімнатної температурі, щодо змісту імуноглобулінів G й О протягом 24-х год, а щодо імуноглобуліну М — 48 ч.

Після закінчення термінів інкубації скла відкликали з эксикатора і вимірювали діаметр кільця преципитата навколо лунок з допомогою лінійки Беринг-Верке, після фарбування агаровых пластин. Для цього він скла з агаром заганяли на дві доби в буфер. Протягом цієї терміну буфер тричі заміняли нової порцією. Після відмивання від які беруть участі у реакції речовин, платівки агару висушували при кімнатної температурі під фільтрувальної папером. Потім платівки (без фільтрувальної папери) поміщали в 0,1%-ный розчин амидо-черного 10 В на 3 год, промивали трикратно розчином оцтової кислоти і высушивали.

Для приготування 0,1%-ного розчину амидо-черного 10 В, брали 1 р фарби, розчиняли в 100 мл крижаної оцтової кислоти (СН3СООН), після чого обсяг розчину доводили дистильованої водою до 1 л. Розчин зберігали в темній посуді при кімнатної температурі. Розчин оцтової кислоти для промивання: брали 70 мл крижаної оцтової кислоти і доводили обсяг дистильованої водою до 1 л.

Для розрахунку змісту імуноглобулінів в які долають пробах будували калибровочную криву на полулогарифмической папері: на осі ординат відкладали концентрацію білка в пробах стандарту, по осі абсцис — діаметр кільця преципитации. Калибровочную криву будували окремо в кожному иммуноглобулину певного класса.

Кількість імуноглобуліну в испытуемой пробі визначали шляхом порівняння діаметра кільця преципитации навколо її лунки з каліброваної кривою [G. Mancini, A. O. Carbonara and J.F. Heremans, 1965; У. Дж. Герберт, 1974; У. М. Чекишев, 1977; П. А. Емельяненко, Про. І. Гризлова, Р. М. Печникова і М. М. Тулупова, 1980; P. У. Петров, 1987; М. З. Жосан, 1989; М. У. Матузенко, Є. У. Андрєєв, А. І. Собка, 1990].

2.1.13. Експрес-метод визначення змісту імунних глобулінів. Кров одержували від телят з яремної вени до прийому молозива і крізь 24 год після народження. Спочатку витримували близько години на (30−35° З), потім у холодильнику 10−12 год. Після цього відокремлювали сироватку в окремі пробирки.

Розчин цинк сульфату (208 мг/л ZnSO4Ч7H2O) готували в мірною колбі на дистильованої воді, яку витримували 4−5 днів і далі кип’ятили в протягом 10−15 хв із єдиною метою розчинення діоксиду углерода.

Для приготування стандарту каламутності брали 3 мл розчину хлориду барію (BaCl2Ч2H2O) в 100 мл дистильованої води, вносили в мірну колбу на 100 мл і доводили до мітки 0,2N розчином сірчаної кислоти. Отриманий розчин відповідає 20 од. цинк сульфатному тесту [A. D. MсEwan, E. W. Fisher, I. E. Selman and W. J. Penhale, 1970].

Калибровочную таблицю для калориметрического визначення змісту імуноглобулінів на ФЭК-56М отримували шляхом розведення стандарту мутности.

Для визначення імунних глобулінів підбирали пробірки однакового діаметра і наливали у кожну по 6 мл цинк сульфатного розчину, а контрольною пробірку — 6 мл дистильованої води. В мені весь досвідчені пробірки (за кількістю зразків) й у контрольну додавали по 0,1 мл досліджуваної сироватки і витримували при кімнатної температурі (20° З) 60 хв. Після експозиції пробірки взбалтывали, щоб забезпечити однакове перерозподіл осаду і поміщали в фотоэлектроколориметр, який попередньо встановлювали на «0» по дистильованої воді. Вимірювання проводили на ФЭК-56М, бреши довжині хвилі 400±5 нм (синій світлофільтр) в кюветах завтовшки шару 10 мм. Показання приладу ФЭК-56М визначали зразках сироватки через контрольну пробірку множенням відмінності на чинник 10. 20 одиниць цинк сульфатного тесту помутніння були еквівалентні відповідно 20−30 мг/мл змісту колостральных імунних глобулінів в сироватці крові теляти [A. D. MсEwan, E. W. Fisher, I. E. Selman and W. J. Penhale, 1970].

2.1.14. Визначення рівня пасивного захисту у новонароджених телят. Метод грунтується у тому, що білки сироватки крові можуть преципитироваться різними солями, включаючи сульфит натрію (Na2SO3). Цього феномену залежить від концентрації солі та молекулярної характеристики білків. Готували 14-, 16-, і 18%-ный розчини Na2SO3, використовуючи цих цілей безводний реактив. Відповідно 14, 16 і 18 р його розчиняли в 100 мл дистильованої води. Крім безводного сульфата натрію використовували Na2SO3Ч7Н2О, у своїй ньому на приготування відповідних концентрацій збільшували вдвое.

У пробірки вносили по 1,9 мл розчину сульфата натрію кожної концентрації та додавали по 0,1 мл испытуемой сироватки. Пробірки старанно розворушували і витримували 1 год при кімнатної температурі. Реакцію вважали негативною, якщо преципитат не утворюється і позитивної, якщо видно пластівці преципитированного білка чи помітно навіть малий її присутність, у разі рівень імуноглобулінів в испытуемой сироватці відповідає проміжного значенням. Концентрація імуноглобуліну менше 5 мг/мл відповідала затемнення при концентрації 18%; від 5 до 15 мг/мл — 16 і 18%, і більше 15 мг/мл — 14, 16 і 18% сульфата натрію. [N. E. Pfeiffer, T. З. McGuire, 1977; N. E. Pfeiffer, T. З. McGuire, R. E. Bendel and J. M Weikel, 1977; Ю. М. Федоров, 1988].

Сироватковий гемоліз не впливав на результати преципитации иммуноглобулинов.

2.1.15. Виділення лактоглобулина з колостральной сироватки. Лактоглобулины з сироватки молозива отримували солевым методом. За основу взяли методику фракційного высаливания протигрипозних сывороток.

До сироватці додавали двоє чи троє обсягу дистильованої води в залежність від вміст білків. У суміш, при перемішуванні мешалкой, додавали тонкої струменем насичений розчин сірчанокислого амонію. Після ретельного перемішування суміш залишали у спокої на 10−15 год не в холодильнику до формування осадка.

Лактоглобулин сироватки молозива піддавався высаливанию 38 об'ємними відсотками насиченого розчину сірчанокислого амонію по формуле:

Х=[pic], де: Х — обсяг насиченого розчину сірчанокислого аммония;

З — необхідна концентрація сірчанокислого аммония;

Y — обсяг розведеною молозивной сироватки. рН насиченого розчину сірчанокислого амонію — 7,3−7,5.

Сніг, випавши осад лактоглобулина відокремлювали від розчину шляхом фільтрації через вирву Бюхнера з подвійним шаром хроматографічної бумаги.

Суворий осад переносили в целофанові мішечки і піддавали диализу в проточній водогінної воді, потім у дистильованої воді до того часу, поки розчині не виявлялося навіть слідів сірчанокислого амонію, що перевіряли реактивом Несслера.

Після закінчення діалізу визначали концентрацію білка (рефрактометрически) в розчині лактоглобулина і дистильованої води розбавляли його змісту 10% білка. До розчину додавали хлорид натрію до ізотонічного насыщения.

Подученный препарат піддавали стерилизующей фільтрації через фільтр Зейтца з платівкою СФ і фасували по ампулам і флаконам.

Стерильність отриманого препарату підтверджували высевом на МПБ, МПА і середу Китт-Тарроци, а нешкідливість на білих мишах і морських свинках. Посіви витримували в термостаті при 37° З вісім діб. Лактоглобулин вводили підшкірно двом морським свинкам масою 230−240 р в дозі по 3 мл й чотирьох білим мишам масою 16−18 р по 0,5 мл з наступним наглядом тварин протягом п’яти дней.

Виняток домішок баластових білків в препараті виробляли электрофоретически. Препарат зберігали не в холодильнику за нормальної температури +3 +5° С.

2.2. Вивчення специфічної імунологічної реактивності телят в постнатальний период.

Рівень імуноглобулінів в сироватці крові телят до прийому молозива і через 24 год після народження визначали цинк-сульфатным методом [A. D. MсEwan, E. W. Fisher, I. E. Selman and W. J. Penhale, 1970].

Концентрацію імуноглобулінів молозива корів з урахуванням їхньої віку вираховували за рівнями лінійної регресії [H. Balbierz, M. Nicolaijczuk, J. Zeilinski, 1983].

Ефективність колостральных імуноглобулінів вивчали стосовно змісту імуноглобулінів в сироватці крові неонатальних телят до кількості вчинили з молозивом.

Кількісну характеристику абсорбції колостральных імуноглобулінів класів G, М й О встановлювали методом радіальної иммунодиффузии [G. Mancini, A. O. Carbonara and J.F. Heremans, 1965; У. М. Чекишев, 1977]. Виділені імуноглобуліни класів G, М й О служили антигенами для імунізації кроликів [R. A. Wilson and I. W. Jutila, 1976] з єдиною метою отримання відповідних моноспецифических антисывороток.

Ступінь катаболізму імуноглобулінів вивчали визначенням їх класів в сироватці крові методом радіальної дифузії. Імуноглобуліни в фекаліях визначали по E. F. Logan, W. J. Penhale, 1972; Р. П. Маслянко, 1982.

Після виміру діаметрів зон преципитации концентрацію імуноглобулінів розраховували математичним способом, з прямо пропорційної залежності з квадратом діаметра кільця [Еге. Бем, 1979].

Колостральную сироватку відокремлювали після додавання сычужного ферменту. Лактоглобулин отримували додаванням до сироватці молозива насиченого розчину сульфату амонію з наступним діалізом проти 0,01 М рН 7,6 Na2HPO4; KН2PO4.

Статистичну обробку результатів дослідження з використанням критерію достовірності Стьюдента.

2.2.1. Рівень імуноглобулінів в сироватці крові телят до прийому молозива і крізь 24ч після його й взаємозв'язок між концентрацією імуноглобулінів і проявом синдрому порушення травлення. Проведені засвідчили, що концентрація колостральных імунних глобулінів в крові телят до прийому молозива становила 0,18±0,08 мг/мл, цей рівень переважно пов’язані з IgМ. Через 24 години після прийому молозива зміст імуноглобулінів досягло 23,94±1,71 мг/мл чи збільшилася 133 разу (табл. 2.1).

Таблиця 2.1.

Зміст імунних глобулінів в сироватці крові новонароджених телят.

(n=20).

|Группы телят |Средн|Диспер|Средне|Средняя |Точност|Доверительн|Относит| | |яя |ця |е |арифмети|ь |ый |ельная | | |арифм| |квадра|ческая |прямих |інтервал, |помилка | | |етиче| |тическ|ошибка |измерен|мг/мл |(погреш| | |скаю,| |ое | |ий | |ность),| | |мг/мл| |отклон| | | |% | | | | |ение | | | | | |До прийому |0,18 |0,0035|0,019 |0,008 |0,02 |0,16−0,20 |11,1 | |молозива | | | | | | | | |Через 24 год |23,94|14,69 |3,83 |1,71 |4,75 |18,19−28,69|19,8 | |після народження:| | | | | | | | | | | | | | | | | |I група — | | | | | | | | |контроль | | | | | | | | |II група — |18,26|0,16 |0,4 |0,18 |0,49 |17,77−18,75|2,68 | |энтеритная | | | | | | | | |форма | | | | | | | | |колибактериоза | | | | | | | | |III група — |15,37|0,66 |0,43 |0,19 |0,53 |14,84−15,90|1,24 | |септическая | | | | | | | | |форма | | | | | | | | |колибактериоза | | | | | | | |.

Новонароджені телята із вмістом імуноглобулінів 23,94± 1,71 мг/мл (довірчий інтервал 19,19−28,69 мг/мл) перехворіли легкої формою колибактериоза на третю добу. Навіть така висока концентрація імуноглобулінів не забезпечувала імунологічний статус новонароджених телят, що пов’язаний із значної інфікованістю зовнішнього середовища й зниженням як наслідок захисного рівня молозива.

Зміст імуноглобулінів через 24 години на сироватці крові телят сильно варіює і як від 19,85 мг/мл до 29,11 мг/мл. Така пояснюється кількістю проковтнутого телям молозива.

Здатність новонароджених тварин адаптуватися до змін зовнішньої середовища лимитировано і журналістам зміну умов, які впливають на дорослих тварин, може погано позначитися на стан здоров’я телят. Відомо, що стрес є що його чинником виникнення колибактериоза у телят. Причиною стресу можуть бути різні порушення умов змісту, часом прості, тому запобігти стрес дуже важко. Навіть переміщення причина стресу, який призводить до збільшення рівня зараження інфекційних агентів. Низька температура, протяги, волога підстилка сприяють виникненню й поширенню інфекції. Отже, імунологічний статус, необхідний захисту організму, залежить кількості молозива, проковтнутого телям на перших хвилинах життя і умов зовнішньої среды.

Виходячи з цього, неможливо точно вказати кількість колостральных імуноглобулінів, які забезпечують імунологічну захист животных.

При концентрації імуноглобулінів в сироватці крові телят 18,26±0,18 мг/мл (довірчий інтервал 17,77−18,75 мг/мл) захворювання протікає з розладом пищеварения, и супроводжується середньої вагою дегідратації а також діареєю. Такі телята зрікаються молозива, ніяк не піднімаються, задня частина тулуба забруднена фекаліями, влажная.

Тривалість течії хвороби за такої концентрації імуноглобулінів зазвичай становить 4−6 днів. Рівень імуноглобулінів в сироватці крові телят з энтеритной формою колибактериоза нижче, ніж у контрольній групі (Р.